Cátedra de Microbiología, Parasitología e Inmunología
Dr. Gustavo E. Giusiano
MICOSIS Y DIAGNÓSTICO MICOLOGICO
Gustavo G. Giusiano
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CLASIFICACIÓN DE LAS MICOSIS 1) Micosis superficiales A. Dermatofitosis o tiñas B. Malasseziosis C. Tiña negra D. Piedra negra E. Piedra blanca 2) Micosis subcutáneas A. Cromomicosis B. Esporotricosis C. Micetomas D. Lobomicosis 3) Micosis sistémicas endémicas A. Blastomicosis B. Coccidioidomicosis C. Histoplasmosis D. Paracoccidioidomicosis
a) Micosis oportunistas A. Aspergilosis B. Candidiasis C. Criptococosis D. Feohifomicosis E. Hialohifomicosis F. Zigomicosis G. Pneumocistosis MICOSIS SUPERFICIALES A.
Dermatofitosis o tiñas:
Las tinas son producidas por hongos denominados dermatofitos. Estos hongos son queratinofílicos por lo que atacan exclusivamente piel, pelos y uñas. Agentes etiológicos: Géneros Microsporum, Trichophyton y Epidermophyton.
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Especies más frecuentes en nuestro país: Microsporum: M. canis, M. gypseum Trichophyton: T. rubrum, T. mentagrophytes, T. tonsurans Epidermophyton: E. floccosum. Microsporum: ataca más frecuentemente pelos y piel Trichophyton: ataca pelos, piel y uñas Epidermophyton: ataca más frecuentemente piel y uñas Estudio micológico: Se solicita como examen micológico directo y cultivo indicando la o las lesiones que tuviera el paciente. Recomendaciones previas al paciente: Suspender toda medicación sistémica con antifúngicos, una semana previa. Suspender toda medicación tópica, cremas, pomadas, lociones, polvos de aplicación local, 3 días previos a la toma de muestra. Lavar la zona afectada con agua y jabón.
Toma de muestra:
Material para el diagnóstico: Muestras de escamas de piel, pelos y uñas Lesiones de piel lisa, pequeños y grandes pliegues: Se realiza por raspado cuidadoso de la lesión, en especial de los bordes, con bisturí estéril de poco filo. Se recogerán escamas en una placa de Petri estéril o entre dos portaobjetos estériles. En caso de infección de pelos se extraerán pelos enfermos con pinza de depilar y raspado de la lesión. En el caso de infección en uñas (onicomicosis) depende del tipo de afección, puede rasparse la cara profunda de la zona afectada (entre la lámina de la uña y el lecho subungual) o bien, la tabla ungueal. Si las muestras tomadas no pueden ser procesadas de inmediato, o deben ser derivadas a un laboratorio alejado, se tomará la precaución de cerrar perfectamente las cajas de Petri o portaobjetos que contienen las muestras y remitirlas cuidadosamente embaladas e identificadas. Se conservan perfectamente a temperatura ambiente durante muchos meses por lo que el envío no ofrece mayores inconvenientes.
Procesamiento de las muestras
Examen microscópico directo Colocar una parte del material extraído en un portaobjetos, agregar una gota de KOH 20%40% y cubrir con cubreobjetos. Calentar suavemente el preparado sobre la llama de un mechero. Dejar enfriar y observar al microscopio con óptica seca 10X y 40X. También se puede dejar actuar el KOH durante 1 hora sin calentar y después observar. Observación microscópica En piel y uñas se deben observar hifas hialinas tabicadas, ramificadas o no, de 6 a 10µ de diámetro. En ocasiones pueden observarse artroconidios, que son células rectangulares de paredes gruesas, formadas por fragmentación de las estructuras tubulares de los hongos. 3
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En los pelos parasitados se debe observar la disposición de artroconidias. Esta puede ser: a)
Endotrix, cuando las artroconidias se disponen ordenadamente dentro del pelo. Característico de género Trichophyton. Los pelos microides con artroconidias pequeños y los megasporados con artroconidias de mayor tamaño.
b)
Ectotrix, las artroconidias se disponen desordenadamente Característico de género Microsporum (Pelo microspórico).
c)
Pelo fávico: se observan hifas y burbujas de aire (Trichophyton schoenleinii).
fuera
del
pelo.
Cultivo Medios de cultivo para hongos: Sabouraud, Agar papa dextrosa, Lactrimel, fraccionado en tubos en pico de flauta con el agregado de antibióticos, por ejemplo cloranfenicol. Se siembra una suficiente cantidad de escamas de piel, pelos o raspado de uñas, haciendo toques sobre la superficie del medio de cultivo. Incubar un tubo a 25-28ºC y otro a 35-37ºC durante 10 a 15 días con observaciones periódicas. Observación macroscópica de las colonias desarrolladas La descripción del color, textura, aspecto y velocidad de crecimiento de la colonia permitirá la introducción a una clave taxonómica para la identificación morfológica del hongo. Se observan el color del anverso y del reverso y la eventual difusión de pigmento al medio de cultivo. La textura puede ser: granulosa, algodonosa, pulverulenta, aterciopelada, cremosa, etc. Aspecto: lisa, rugosa o cerebriforme. La velocidad de crecimiento se refiere al tamaño de la colonia en un tiempo determinado. Observación microscópica de las colonias desarrolladas Líquido de montaje: Azul de lactofenol (cotton blue+ ácido láctico+fenol) Con ansa estéril en forma de gancho separar una porción de la colonia tomando la parte aérea del crecimiento. Colocar sobre un portaobjetos y agregar una gota de azul de lactofenol. Disgregar el material con la ayuda de dos agujas estériles. Cubrir con un cubreobjetos y calentar ligeramente. Dejar enfriar y observar al microscopio con 40X. Microsporum canis: Desarrolla entre los 7 a 10 días a 25-28ºC. Colonia ligeramente aterciopelada, micelio aéreo algodonoso blanco, desarrolla pigmento amarillo intenso difusible al medio. Microscopía: micelio hialino, tabicado, ramificado. Macroconidias fusiformes, muy abundantes, de 40 a 150µ de largo y 8 a 20µ de ancho, pared doble, gruesa, equinulada. Presenta de 7 a 15 tabiques. Microconidias unicelulares escasas.
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Microsporum gypseum: Desarrolla entre los 7 a 10 días a 25-28ºC. Colonia pulverulenta color canela. Microscopía: micelio hialino, tabicado, ramificado. Macroconidias muy abundantes, naviculares de 30 a 50µ de largo, pared delgada finamente rugosa, extremos redondeados. Presenta de 7 a 15 tabiques. Microconidias clavadas y céciles, escasas.
Trichophyton mentagrophytes: Hay dos variedades: Trichophyton mentagrophytes variedad interdigitale desarrolla como una colonia blancas vellosa o algodonosa y Trichophyton mentagrophytes var. mentagrophytes como una colonia color blanco tiza, yesosa o pulverulenta. Crece entre los 10 y 15 días a 25-28ºC. Microscopía: micelio hialino, tabicado, ramificado. Microconidias abundantes, esféricas de 2 a 3µ de diam., pared fina y lisa, dispuestas a los lados y extremo de las hifas. Macroconidias de 20 a 50µ de largo, paredes finas y lisas, abundantes o no según las cepas. Se observan hifas en espiral, hifas en raqueta y cuerpos nodulares. En la variedad algodonosa la fructificación es reducida mientras que en la yesosa las microconidias y las hifas en espiral son más abundantes.
Trichophyton rubrum: Colonia blanca aterciopelada que difunde pigmento rojo vináceo al medio. Crece entre los 10 y 15 días a 25-28ºC. Microscopía: micelio hialino, tabicado, ramificado. Microconidias muy abundantes, en forma de lágrimas dispuestas a los lados de las hifas, miden de 3 a 5µ de largo y 2 a 3µ en su diámetro mayor. Macroconidias largas, paredes finas, escasas. Trichophyton tonsurans: Micelio hialino tabicado, ramificado. Microconidias abundantes, en forma de mazo, de fósforo o irregulares, que nacen a los lados o en el extremo de hifas, pueden encontrarse otras conidias de mayor tamaño en forma de balón, artroconidias, hifas en raqueta y clamidoconidias. Macroconidios escasos y de extremos más romos que en T. rubrum.
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Epidermphyton floccusum: Colonia marrón amarillenta, aterciopelada, de crecimiento lento y reverso incoloro a marrón. No difunde pigmento al medio. Microscopía: abundantes macroconidias claviformes, de paredes lisas y en forma de "dedos", con 1 a 4 células. No forma microconidias.
B. Malasseziosis Pitiriasis versicolor Agente etiológico: hongos levaduriformes del género Malassezia. La pitiriasis versicolor es una infección superficial crónica, leve y generalmente asintomática. Se caracteriza por máculas hipo o hiperpigmentadas en el estrato córneo, con una descamación fina. La coloración de estas manchas puede variar entre blanquecina, rosada o color café (de allí el nombre de versicolor). Es una enfermedad cosmopolita, si bien se presenta con más frecuencia en zonas tropicales. Las zonas del cuerpo más comúnmente afectadas son tronco, cara, cuello y brazos. La pitiriasis versicolor es diagnosticada mediante el examen micológico directo, el cultivo no se hace de rutina. La tipificación sólo se practica para estudios epidemiológicos y se realiza mediante estudios de sus características morfológicas y pruebas bioquímicas, o bien, por técnicas de biología molecular. Diagnóstico Se solicita como examen micológico directo y cultivo indicando la o las lesiones que tuviera el paciente.
Toma de muestra: Consideraciones generales
Recomendaciones previas al paciente para la toma de muestra: Suspender toda medicación sistémica con antifúngicos, una semana previa. Suspender toda medicación tópica, cremas, pomadas, lociones, polvos de aplicación local, 3 días previos a la toma de muestra. Lavar la zona afectada con agua y jabón. La toma de muestra de lesiones descamativas sospechosas de pitiriasis versicolor se realiza por raspado de las lesiones de piel, con bisturí estéril, recolectando entre 2 portaobjetos o en placa de Petri. Para la recolección de muestras también se puede utilizar un trozo de cinta adhesiva transparente. Se aplica la cara engomada sobre la lesión, se retira la cinta con la impronta y se coloca sobre un portaobjetos.
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Examen microscópico directo
Los exámenes directos se realizan con hidróxido de potasio o de sodio al 20-40% con el agregado de tinta Parker azul negro permanente. El hidróxido tiene por objeto aclarar la capa cornea de la piel y la tinta la coloración del hongo. Otra técnica de observación utiliza azul de metileno al 1% con buenos rendimientos. Se colocan las escamas con una gota del hidróxido o el azul de metileno entre portaobjetos y cubreobjetos, se calienta suavemente, se deja durante 10 a 20 minutos y se observa con objetivo de 40x. En el caso de la muestra tomada con cinta engomada la observación se realiza agregando, por capilaridad, azul de metileno al 1% entre la cinta y el portaobjeto Se observan hifas cortas de bordes romos, tabicados, de 2 a 3 m de diámetro y elementos levaduriformes de 3 a 8 m, con brotación de base ancha, dispuestos en cúmulos. Ambas morfologías pueden coexistir o no. Figura 1
Figura 2
INFORME: Se observan elementos levaduriformes y micelios compatibles con Malassezia spp. (Figura 1) Se observan abundantes elementos levaduriformes compatibles con Malassezia spp. (Figura 2) Otras formas clínicas en que puede encontrase Malassezia: Foliculitis, Dermatitis seborreica, Dermatitis atópica y a veces se encuentra asociada a otras afecciones de zonas seborreicas.
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MICOSIS PROFUNDAS O SISTÉMICAS PARACOCCIDIOIDOMICOSIS Agente etiológico: Paracoccidioides brasiliensis. El Paracoccidioides brasiliensis es un hongo dimórfico dependiente de la temperatura, cuyo hábitat natural es el suelo y la vegetación. En su fase saprofítica ambiental se presenta como hifas septadas con escasos microconidios y en la fase parasitaria se observa como levadura multigemante. La paracoccidioidomicosis es endémica en América latina desde el trópico de Cáncer hasta el paralelo 32º de latitud sur. En nuestro país es endémica en Chaco, Corrientes, Misiones, Formosa, norte de Santa Fé y Entre Ríos, noreste de Santiago del Estero, Salta y Jujuy. Las formas clínicas se clasifican en: 1) Paracoccidioidomicosis infección: a) sintomática específica, b) asintomática. 2) Paracoccidioidomicosis enfermedad: a) aguda tipo juvenil b) crónica tipo adulto, unifocal o multifocal. 3) Latencia post-terapéutica. Existen diferentes formas clínicas y las localizaciones más frecuentes son: pulmón, ganglios, mucosas, tejido cutáneo, glándulas suprarrenales, hueso y cerebro, por lo tanto, los materiales posibles de estudio para el diagnóstico pueden ser: esputo, lavado bronquial, biopsias, raspado de lesiones cutáneas y mucosas, etc. Diagnóstico Se solicita como examen micológico directo y cultivo de la o las lesiones que tuviera el paciente o de las muestras a estudiar. Examen microscópico directo Fresco Se realiza un montaje del material con Azul de lactofenol. En el caso de biopsias se debe realizar un tratamiento previo con mortero para obtener preparaciones finas. Para los esputos puede hacerse con hidróxido de potasio 2040% para clarificar mejor la preparación. Observar al microscopio con óptica seca 10X y 40X. Se observan levaduras de pared gruesa y refringente de 10 a 40µ que pueden presentar 1,2 o más brotes, generalmente se observan multibrotantes. Coloraciones Con otra porción de la muestra se realizan extendidos y se colorean con Giemsa, también Gram y Ziehl Neelsen, para observar no solo elementos de hongos, sino también para descartar otros posibles agentes de infección. La coloración de Grocott en preparaciones histológicas permite la coloración selectiva de los elementos de hongos que aparecen negros.
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INFORME: (tanto para el examen en fresco como para las coloraciones) Se observan elementos levaduriformes multibrotantes compatibles P. brasiliensis. Cultivo En medio de Sabouraud, Agar infusión cerebro-corazón y medios especiales, siempre con el agregado de antibióticos. Se incuban un mínimo de 6 tubos repartidos 3 a 25-28º y 3 a 3537º. Las lecturas se realizan hasta las 6 semanas. A 25-28ºC desarrolla colonias con delicado micelio blanco (fase saprofítica). Microscópicamente se observan constituidas por hifas hialinas tabicadas con aleuroconidias y clamidoconidias.
A 35-37ºC desarrollan colonias cerebriformes, color gamuza, compuesta por elementos levaduriformes brotantes (fase parasitaria). Diagnóstico inmunológico: Las técnicas más utilizadas en la rutina de laboratorio son Inmunodifusión en gel de agar y Contrainmunoelectroforesis con antígenos específicos para detectar la presencia de anticuerpos. Inoculación en cobayos, se realiza en forma intratesticular. En 1 mes el animal desarrolla una orquitis. HISTOPLASMOSIS Agente etiológico: Histoplasma capsulatum var capsulatum. Histoplasma capsulatum es un hongo dimórfico dependiente de la temperatura que se desarrolla en el suelo y está asociado a deyecciones de aves y murciélagos. La histoplasmosis se considera una enfermedad del sistema fagocítico mononuclear. Las formas clínicas y la severidad dependen de las condiciones inmunológicas del hospedador y de la cantidad de conidios inhalados. Predomina en las zonas templadas húmedas de Africa y América. Los órganos más frecuentemente afectados en las formas diseminadas a partir del pulmón son: hígado, bazo, ganglios linfáticos, médula ósea, piel y mucosas. Por lo tanto los
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materiales de estudio para el diagnóstico pueden ser: Esputo, lavado bronquial, sangre, aspirado de médula ósea, biopsias, raspado de lesiones cutáneas y mucosas, etc. Diagnóstico Se solicita como examen micológico directo y cultivo de la o las lesiones que tuviera el paciente o de las muestras a estudiar. Examen microscópico directo Fresco: Se realiza un montaje del material con Azul de lactofenol o con hidróxido de potasio al 2040%. Observar al microscopio con óptica seca 10X y 40X. En el caso de biopsias se debe realizar un tratamiento previo con mortero para obtener preparaciones finas. En este paso del examen micológico generalmente es muy difícil ver el agente etiológico ya que este organismo en estado parasitario es una levadura de tamaño muy reducido, mide 1-5µ y es intracelular. Coloraciones Con otra porción de la muestra se realizan extendidos y se colorean con Giemsa, Gram, Ziehl Neelsen, para observar no solo elementos de hongos, sino también para descartar otros posibles agentes de infección. La coloración de Grocott en preparaciones histológicas permite la coloración selectiva de los elementos de hongos que aparecen negros. El Giemsa es la coloración de elección para el diagnóstico de la histoplasmosis, donde se observan levaduras intracelulares de 1 a 5µ dentro de los macrófagos, con el núcleo teñido en un tono violeta oscuro y la cromatina desplazada hacia uno de los polos de la célula levaduriforme. El citoplasma de azul tenue, casi incoloro, no toma la coloración de Giemsa y da la apariencia de una cápsula. Cuando los macrófagos se rompen los histoplasmas pueden verse extracelulares. INFORME: Se observan elementos levaduriformes compatibles con Histoplasma capsulatum. Cultivo En medio de Sabouraud, Agar infusión cerebro-corazón y medios especiales, siempre con el agregado de antibióticos. Se incuban un mínimo de 6 tubos repartidos 3 a 25-28º y 3 a 35-37º, durante 6 a 12 semanas. A 25 - 28ºC alrededor de la segunda semana desarrollan colonias blancas vellosas, limitadas (fase saprofitita) la cual es características de esta especie y
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permite la identificación del hongo. En el examen microscópico se observa micelio delgado, tabicado, hialino con macroconidias tuberculadas de 8 a 15µ de diámetro. A los lados de las hifas nacen microconidias (aleuroconidias) piriformes, de aprox. 2µ de diam., lisas o finamente rugosas. A 35 – 37ºC desarrolla una colonia cremosa compuesta por elementos levaduriformes iguales a los de la fase parasitaria. Diagnóstico inmunológico: Las técnicas más utilizadas en la rutina de laboratorio son Inmunodifusión en gel de agar y Contrainmunoelectroforesis con antígenos específicos para detectar la presencia de anticuerpos. Inoculación en ratón, se realiza en forma intraperitoneal. Al mes se sacrifican los animales y se realiza cultivo de bazo, hígado y pulmón. COCCIDIOIDOMICOSIS Agente etiológico: Coccidioides posadasii (en Sudamérica) Coccidioides sp. es un hongo dimórfico que en su fase saprofítica vive en el suelo de zonas áridas. Es endémica de extensas zonas secas de América. En nuestro país en la pampa occidental seca, donde la precipitación anual no es mayor a 600 mm3. La localización más frecuente es pulmonar, meníngea, cutánea y generalizada. Los materiales para el diagnóstico, por lo tanto, pueden ser: esputo, lavado bronquial, biopsias, raspado de lesiones cutáneas y mucosas, etc. Según el órgano afectado. Diagnóstico Se solicita como examen micológico directo y cultivo de la o las lesiones que tuviera el paciente o de las muestras a estudiar. Examen microscópico directo Se realiza un montaje del material con Azul de lactofenol o con hidróxido de potasio al 2040%. Observar al microscopio con óptica seca 10X y 40X. Se observan esférulas de 20 a 80µ de diámetro con endosporos. Coloraciones Con otra porción de la muestra se realizan extendidos y se colorean con Giemsa, también Gram y Ziehl Neelsen, para observar no solo elementos de hongos, sino también para descartar otros posibles agentes de infección. La coloración de Grocott en preparaciones histológicas permite la coloración selectiva de los elementos de hongos que aparecen negros. INFORME: Se observan esférulas con endosporos compatibles con Coccidioides sp.
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Cultivo En medio de Sabouraud, Agar infusión cerebro-corazón y medios especiales, siempre con el agregado de antibióticos. Se incuban un mínimo de 6 tubos repartidos 3 a 25-28º y 3 a 3537ºC, hasta 6 semanas. Desarrolla una colonia blanca con micelio aéreo que toma color pardo con el tiempo, en ambas temperaturas, ya que el dimorfismo de este hongo es dependiente de los nutrientes. Microscópicamente se observa micelio hialino tabicado fragmentado en clamido-artroconidias. Diagnóstico inmunológico: Las técnicas más utilizadas en la rutina de laboratorio son Inmunodifusión en gel de agar y Contrainmunoelectroforesis con antígenos específicos para detectar la presencia de anticuerpos. Se practican con coccidioidina o esferulina; la primera es un antígeno micelial estandardizado y la segunda un polisacárido extraído de esférulas. Inoculación en ratón, se realiza en forma intraperitoneal o intravenosa y en cobayos, intratesticular, para obtener la fase parasitaria. MICOSIS SUBCUTÁNEAS Las micosis subcutáneas se adquieren generalmente por vía traumática, que permite la inoculación del agente. Por esta razón los brazos y piernas son las localizaciones más frecuentes de este tipo de afecciones. ESPOROTRICOSIS Agente etiológico: Sporothrix schenkii Sporothrix schenkii es un hongo dimórfico que en su fase saprofítica se encuentra como saprofito en el suelo, madera y vegetales, especialmente plantas espinosas. Esta micosis se distribuye mundialmente, pero su mayor incidencia se observa desde México hasta América del Sur. Se observa con presentaciones generalmente en las extremidades y con mayor frecuencia en jardineros, floristas, amas de casa o niños que juegan en los jardines. En personas inmunocomprometidas la inhalación de las conidias de este hongo, puede dar origen a formas extracutáneas de esta micosis. La esporotricosis puede presentarse con diferentes formas clínicas. La linfangítica es la forma clínica que aparece con mayor frecuencia. La lesión se inicia después de 3 a 6 semanas de la inoculación. Aparece un nódulo subcutáneo, liso, móvil y duro. Estos nódulos luego reblandecen y pueden ulcerarse formando un goma e incluso tender a la cicatrización. Después de días o semanas pueden aparece nuevos nódulos como lesiones en escalera siguiendo la vía linfática con linfangitis y adenopatías satélites. No hay diseminación ni compromiso general del paciente. La lesión se presenta en forma de gomas que se diseminan siguiendo la vía linfática. Para el diagnóstico de la esporotricosis se estudia el material de punción de los gomas o el exudado de aquellos que se encuentren ulcerados, o bien, biopsias de los mismos.
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Diagnóstico Se solicita como examen micológico directo y cultivo de la o las lesiones que tuviera el paciente o de las muestras a estudiar. Es importante indicar siempre el diagnóstico presuntivo como orientación el tipo de muestra a tomar. Examen microscópico directo Fresco: Generalmente es difícil ver el agente etiológico ya que este organismo en estado parasitario es una levadura muy pequeña, en ocasiones se puede observar la presencia cuerpos en forma de cigarro o los llamados cuerpos asteroides. Se realiza un montaje del material con Azul de lactofenol o con hidróxido de potasio al 20-40% y se observa al microscopio con óptica seca a 40X. Coloraciones: extendidos del material se colorean con Giemsa, Gram, Ziehl Neelsen, para observar no solo elementos de hongos, sino también para descartar otros posibles agentes de infección. En preparaciones histológicas se emplea PAS y Grocott, esta última permite la coloración selectiva de los elementos de hongos que aparecen negros. Cultivo En medio de Sabouraud con el agregado de antibióticos, a 25-28º y agar Sangre 35-37º, hasta 4 semanas. A 25-28º desarrolla una colonia que inicialmente (3 a 6 días) tiene aspecto levaduriforme y color beige. A partir de los 10 a 15 días, toma color pardo que se va oscureciendo hasta adquirir el color negro. Las colonias se presentan con estriaciones del centro hacia la periferia y a veces con una elevación central. Microscópicamente se presenta como un micelio muy delgado, con hifas de 1 a 2 micras de diám., con conidióforos que en el extremo distal presentan dentículos simpodiales. Cada dentículo soporta un conidio y la acumulación de estas microconidias da el aspecto de flor o “margarita”. Los conidios son ovales a piriformes (2-3 a 6µ) producidos en bouquet en el extremo del conidióforo. Los conidióforos son sutiles de 1 a 2µ de base y 0,5 a 1µ en la punta, emergen en ángulo recto a los lados de la hifa. A 35-37º desarrolla una colonia de tipo levaduriforme. CROMOMICOSIS La cromomicosis es una afección producida por un extenso grupo de hongos dematiáceos saprofitos de suelo y vegetales. Entre ellos los más frecuentes son: Fonsecaea pedrosoi, Fonsecaea compacta, Phialophora verrucosa, Phialophora richardsiae, Cladophialophora bantiana, Rinocladiella serophilum, Rinocladiella aquaspersa, Wangiella dermatitidis, etc. Esta afección es más frecuente en climas tropicales y subtropicales de América, con predominio en México, América central hasta Brasil. Está relacionada a los agricultores y
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jardineros, que trabajan descalzos, con una edad promedio de entre los 30 y 50 años, siendo rara en los niños. Estos agentes penetran por inoculación traumática originando una lesión de evolución crónica y localizada, en la piel y tejido subcutáneo. Las localizaciones más frecuentes son pies, piernas, manos y brazos. También se han informado en glúteos, pabellón auricular, pecho y abdomen. Se caracteriza por su aspecto verrucoso y seco, vegetante con el tiempo. Cuando evolucionan, después de meses o años, puede comprometerse de la epidermis. Las lesiones pueden ulcerase y cubrirse de material hematopurulento, en algunos casos se observan zonas de cicatrización en el centro de las lesiones. Los sucesivos episodios de infecciones bacterianas secundarias producen linfangitis y adenopatías satélites que conducen a la estenosis de los linfáticos y la elefantiasis del miembro. Diagnóstico Se solicita como examen micológico directo y cultivo de la o las lesiones que tuviera el paciente o de las muestras a estudiar. Es importante indicar siempre el diagnóstico presuntivo como orientación el tipo de muestra a tomar. Los materiales de estudio pueden ser escamas obtenidas por raspado con bisturí estéril de las lesiones o bien, materiales de biopsias de las mismas. Examen microscópico directo Fresco: Se realiza un montaje del material con hidróxido de potasio al 2040%. Observar al microscopio con óptica seca 10X y 40X la presencia de los cuerpos de Medlar o cuerpos escleróticos o cuerpos fumagoides, que se presentan como elementos esféricos de 4 a 15 micras, dematiáceos, tabicados y agrupados generalmente de 2, 4, 6 o más. Coloraciones: Extendidos del material se colorean con Giemsa y Gram para observar no solo elementos de hongos, sino también para descartar otros posibles agentes de infección. En preparaciones histológicas se emplea PAS y Grocott, esta última permite la coloración selectiva de los elementos de hongos que aparecen negros. INFORME: Se observan cuerpos de Medlar o cuerpos escleróticos o cuerpos fumagoides. Cultivo En medio de Sabouraud con el agregado de antibióticos, a 25-28º y 35-37º, hasta 4 semanas. Según los diferentes especies se obtendrás colonias de hongos dematiáceos con características específicas.
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MICETOMAS El micetoma es una infección crónica de la piel y tejidos subyacentes con tendencia a afectar los huesos. La lesión se caracteriza por ser una tumoración que fistuliza hacia el exterior drenando a través de ellas líquido que contiene gránulos. Los micetomas se clasifican en EUMICETOMAS, aquellos producidos por hongos y los ACTINOMICETOMAS, cuando los agentes etiológicos son bacterias filamentosas, los actinomicetales. Los agentes productores de micetomas son saprofitos ambientales. La infección se produce por la inoculación del agente etiológico, a través de heridas en la piel originadas por traumatismos y se presenta con mayor frecuencia en miembros inferiores. Esta micosis está más relacionada a personas con actividad agrícola. Si bien esta enfermedad tiene distribución mundial, su mayor incidencia se observa en zonas tropicales y subtropicales. Diagnóstico Se solicita como examen micológico directo y cultivo de la o las lesiones que tuviera el paciente o de las muestras a estudiar. Es importante indicar siempre el diagnóstico presuntivo como orientación el tipo de muestra a tomar. Procesamiento de las muestras para el diagnóstico: El diagnóstico se realiza a partir de los granos, que son el material necesario para diagnosticar un micetoma. Los granos obtenidos por drenaje de la fístula se lavan varias veces por centrifugación con solución isotónica salina. Generalmente el material es obtenido a través de una biopsia, los cuales no necesitarán ser lavados para su procesamiento. Examen microscópico directo Fresco: Los granos deben fragmentarse por cortes o ayuda de mortero y solución salina. Se realiza un montaje del material con Azul de lactofenol y se observa al microscopio con óptica seca 10X y 40X. * En el caso de los eumicetomas, estos granos pueden ser blancos o negros, según el agente etiológico sea un hongo hialino o dematiaceo. Están constituidos por hifas gruesas, vesiculosas, tabicadas. * En el caso de los actinomicetomas, estos granos pueden ser amarillentos o rojizos. Generalmente con forma de riñón constituidos por bacterias filamentosas. La morfología microscópica de los filamentos (los actinomicetales miden menos de 1 micra y los hongos de 3 micras o más) junto con el color de los granos y nos permitirá una diferenciación primaria entre eumicetoma y actinomicetoma. A partir de esta información se cultivarán en medios diferentes. Coloraciones: Las coloraciones más usadas para actinomicetales son Fite y Kinyoun. Giemsa y Gram para observar, no solo elementos de hongos, sino también para descartar otros posibles agentes de infección.
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Dr. Gustavo E. Giusiano
Cultivos: En el caso de eumicetomas, estos granos se cultivan en medio de Sabouraud con el agregado de antibióticos, a 25ºC, hasta 4 semanas. En el caso de actinomicetomas se siembran en agar sangre, agar infusión cerebro corazón, medio de Lowestein-Jensen y Sabouraud con extracto de levadura, a 25ºC y 37ºC. Según las diferentes agentes se obtendrán colonias con sus características específicas. Agentes de micetomas Los hongos informados como más frecuentes agentes de eumicetomas son: * Granos blancos: Pseudoallescheria boydii, Acremonium kiliense, Fusarium moniliforme, Fusarium solani, etc. * Granos negros: Madurella mycetomatis, Madurella grisea, Exophiala jeanselmei, Exophiala wernekii, Pyrenochaeta romeroi, Leptosphaeria senegalensis, etc.
Los actinomicetales informados como más frecuentes agentes de actinomicetomas son: Nocardia brasiliensis, N. caviae, N. asterorides, Actinomadura madurae, A. pelletieri y Streptomyces somaliensis. Bibliografia: 1.- Alexopoulos, C. J. Introducción a la Micología, Tercera edición. Eudeba. Bs As. 1979. 2.- Arenas, Roberto. Micología Médica Ilustrada. Clínica, Laboratorio y Terapéutica. Ed. Interamericana. Mc Graw Hill. 1993. 3.- De Hoog, G. S & Guarro, J. Atlas of Clínical Fungi. CBS Universitat. Rovira i Virgili. 1995. 4.- Zinsser, Joklik, W.K. y otros. Microbiología. 20a edición. Ed, Médica Panamericana, Buenos Aires. 1994. 8.- Kendrick, B. The fifth Kingdom. Micologue Pub. Waterloo, Ontario. Cánada, 1985. 9.- Koneman Roberts. Micología Práctica de Laboratorio. Editorial Panamericana. 3ra Edición. 1987. 10.- Kwon-Chung, K.J.; Bennett J.E. Medical Micology. Lea & Febiger. Philadelphia. London. 3ra ed. 1991. 11.- Negroni, P; Negroni, R. Micosis Cutáneas y Viscerales. López Libreros. Bs As. 1989. 12.- Pumarola. Microbiología Médica, 13.- Rippon, J,W. Tratado de Micología Médica. Tercera edición. Interamericana. Mc Graw Hill. 1990.
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