UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA

CUANTIFICACIÓN DE NUTRIENTES (CALCIO, COBRE, FÓSFORO, HIERRO, MAGNESIO, MANGANESO, NITRÓGENO, POTASIO, SULFATO, ZINC) Y DETERMINACIÓN DE CONTAMINANTES (ARSÉNICO, MERCURIO, PLOMO, CADMIO) EN EL JACINTO DE AGUA (EICHHORNIA CRASSIPES) DEL LAGO DE AMATITLÁN PARA USO EN ABONO ORGÁNICO

Elvira Victoria Casasola Aldana Química

Guatemala, Noviembre de 2012

UNIVERSIDAD DE SAN CARLOS DE GUATEMALA FACULTAD DE CIENCIAS QUÍMICAS Y FARMACIA

CUANTIFICACIÓN DE NUTRIENTES (CALCIO, COBRE, FÓSFORO, HIERRO, MAGNESIO, MANGANESO, NITRÓGENO, POTASIO, SULFATO, ZINC) Y DETERMINACIÓN DE CONTAMINANTES (ARSÉNICO, MERCURIO, PLOMO, CADMIO) EN EL JACINTO DE AGUA (EICHHORNIA CRASSIPES) DEL LAGO DE AMATITLÁN PARA USO EN ABONO ORGÁNICO

Informe de tesis

Presentado por Elvira Victoria Casasola Aldana

Para optar al título de Química

Guatemala, Noviembre de 2012

JUNTA DIRECTIVA

Oscar Cóbar Pinto, Ph. D.

Decano

Lic. Pablo Ernesto Oliva Soto, M.A.

Secretario

Licda. Liliana Vides de Urizar

Vocal I

Dr. Sergio Alejandro Melgar Valladares

Vocal II

Lic. Luis Antonio Gálvez Sanchinelli

Vocal III

Br. Fausto René Beber García

Vocal IV

Br. Carlos Francisco Porras López

Vocal V

DEDICATORIA

A Dios

Por ser la luz que me guió con sabiduría y me dio fortaleza en todo momento.

A María Virgen Santísima

Por

protegerme

siempre

con

su

manto sagrado. A mi mamá Liliana Aldana

Por apoyarme en todo momento y ser ejemplo de mujer trabajadora que me ha inculcado los valores y principios que me han formado. Gracias por confiar en mí.

A mi abuelita Estela Flores

Por el amor y cuidados que cada día me brinda.

A mi abuelito Victor Aldana

Por

su

apoyo

desde

el

cielo

(Q.E.P.D.) A mi hermana Laurie Casasola

Por estar conmigo en las buenas y en las malas demostrándome su cariño. Siempre serás mi amiga del alma.

A mi novio Carlos Rivera

Por su amor incondicional y sus palabras de aliento.

A mis primos Wendy, Andrea y Josué

Por sus palabras de ánimo y su cariño.

A mi familia

Por sus consejos y ayuda en los momentos más indicados.

A mis amigos

Por

su

apoyo,

amistad

compañerismo durante la carrera.

y

AGRADECIMIENTOS

A la USAC Por albergarme y brindarme las herramientas necesarias para ser una buena profesional.

A la Facultad de Ciencias Químicas y Farmacia Por todos los conocimientos transmitidos y ser gran parte de mi formación académica.

Al Laboratorio Nacional de Salud, Por las facilidades brindadas para llevar a cabo la parte experimental del presente estudio.

Al Área de Contaminantes de Ambiente y Salud del LNS María del Carmen, Ofe, Gaby, Mónica, Doña Nohe, Florencio, Vivi, Celina, Stephany, Renato y Eu por su apoyo y colaboración en la realización del presente trabajo.

A AMSA Por el apoyo brindado para el muestreo, especialmente al Laboratorio de la División de Control, Calidad Ambiental y Manejo de Lagos.

A mis asesores Omar Velásquez y María del Carmen Castillo por permitirme aprender de ellos, por su valioso tiempo y aporte profesional a este trabajo.

A mis colegas Elisandra, Byron y Gerardo por su amistad y apoyo durante la carrera y la vida.

A mis catedráticos Por contribuir a mi formación académica.

A toda mi familia Por todo su cariño, comprensión y paciencia.

Y a todas aquellas personas que de una manera u otra hicieron posible este trabajo de tesis.

INDICE

Contenido

Página

I.

RESUMEN ............................................................................................................... 1

II.

INTRODUCCIÓN ..................................................................................................... 3

II.

ANTECEDENTES ................................................................................................... 5 A.

El Lago de Amatitlán y su Cuenca: ................................................................. 5

B. Características de la cuenca del Lago de Amatitlán (Cuenca Alta del Río María Linda): ................................................................................................................ 6 C.

Fauna: ................................................................................................................ 7

D.

Flora: .................................................................................................................. 8 1.

Jacinto de Agua (Eichhornia crassipes ) ..................................................... 9

E.

Abono Orgánico .............................................................................................. 12

F.

Macronutrientes y micronutrientes ................................................................ 13

III.

JUSTIFICACIÓN................................................................................................. 16

IV.

OBJETIVOS ........................................................................................................ 18

A.

Objetivo General: ............................................................................................ 18

B.

Objetivos Específicos: .................................................................................... 18

V.

HIPÓTESIS ............................................................................................................ 18

VI.

MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................. 19

A.

Diseño experimental: ...................................................................................... 19

B.

Materiales: ....................................................................................................... 21 1.

Reactivos ...................................................................................................... 21

2.

Cristalería ..................................................................................................... 24

3.

Equipo........................................................................................................... 25

4.

Materiales especiales.................................................................................. 26

5.

Materiales de oficina ................................................................................... 27

C.

MÉTODOS ....................................................................................................... 28

1.

Muestreo .......................................................................................................... 28

2.

Preparación de la muestra ............................................................................. 28

3.

Digestión ácida por microondas .................................................................... 29 4.

5.

Metales en Plantas ...................................................................................... 30 Método para As, Cd, Hg y Pb. ....................................................................... 32

6.

Azufre en Plantas ............................................................................................ 34

7.

Fósforo en plantas .......................................................................................... 36 8.

VII.

Nitrógeno en plantas ................................................................................... 39

RESULTADOS .................................................................................................... 43

A.

Nutrientes:........................................................................................................ 43

B.

Contaminantes: ............................................................................................... 50

VIII. DISCUSIÓN ........................................................................................................ 52 IX.

CONCLUSIONES ............................................................................................... 59

X.

RECOMENDACIONES ......................................................................................... 60

XI.

REFERENCIAS .................................................................................................. 61

XII.

ANEXOS .............................................................................................................. 65

A.

Anexo 1. ............................................................................................................ 65

B.

Anexo 2. ............................................................................................................ 73

1

I.

RESUMEN

El Jacinto de agua (E. crassipes) es una de las especies más estudiadas y utilizadas como depuradoras de aguas residuales, por lo cual es utilizada en el Lago de Amatitlán para evitar la creciente contaminación por su principal afluente el Río Villalobos. Los desechos generados por la planta han sido en su mayoría acumulados o desechados en rellenos sanitarios, por lo cual este estudio evaluó a través de la cuantificación de nutrientes y determinación de contaminantes, la posibilidad de utilizarse en abono orgánico, para poder darle un uso productivo a los desechos generados.

Se seleccionaron tres puntos de muestreo en la sección oeste del Lago de Amatitlán, siendo estos: la desembocadura del Río Villalobos, la Bahía Playa de Oro y Boca del Lago.

Las muestras se analizaron por medio de espectrofotometría de absorción atómica, ultravioleta visible y el método Kjeldhal para nitrógeno total, con el objetivo de cuantificar los nutrientes y determinar contaminantes en el Jacinto de agua (Eichhornia crassipes), para uso en abono orgánico.

Se obtuvieron resultados satisfactorios en la cuantificación de macronutrientes, tanto en tallos/hojas como en las raíces, siendo K el elemento de mayor concentración, con concentraciones de 4.57, 5.52 y 15.07% en tallo/hoja de la Desembocadura del Río Villalobos (DRV), Bahía Playa de Oro (BPO) y Boca del Lago (BDL) respectivamente; y en la raíz de 2.75, 3.10 y 4.42 % de los mismos puntos de muestreo. De los micronutrientes sólo se detectaron hierro y manganeso, en lo que respecta a zinc y cobre, sus niveles estaban por debajo de los límites de detección de los métodos utilizados.

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De los contaminantes analizados, se detectaron concentraciones relativamente altas de arsénico en las raíces del Jacinto de agua de los tres puntos de muestreo, siendo la más alta de 20.55 mg/kg, y el único contaminante no detectado fue mercurio. En lo que respecta a tallos/hojas, se encontró mercurio en dos puntos de muestreo, siendo la BPO la que mostró el nivel más alto de mercurio con 0.08 mg/kg, concentración relativamente baja, comparada con el nivel de mercurio permitido en lodos por la EPA (EPA. 1993, p. 169).

Los tallos/hojas del Jacinto de agua (E. crassipes) del Lago de Amatitlán pueden ser utilizadas en abono orgánico aplicable a suelos alcalinos o con alta capacidad de intercambio catiónico debido a la presencia de ciertos contaminantes (Cd, Hg, Pb) y por su contenido de nutrientes encontrados (Ca, Cu, P, Fe, Mg, Mn, N, K, SO24-, Zn). En lo que respecta a las raíces, no se recomienda su uso en abono orgánico debido a las altas concentraciones relativas de arsénico encontradas en las mismas, correspondientes a 20.33, 20.55 y 15.57 mg/kg en DRV, BPO y BDL respectivamente.

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II.

INTRODUCCIÓN

El Lago de Amatitlán se encuentra actualmente en un proceso de eutrofización antropogénica que se ha acrecentado durante los últimos años, por lo cual ha presentado innumerables problemas. En el año 1996 se creó la Autoridad para el Manejo Sustentable de la Cuenca y del Lago de Amatitlán (AMSA) con el objetivo de recuperar y proteger el lago. Esta entidad introdujo el Jacinto de Agua (Eichhornia crassipes) en el lago para reducir el exceso de nutrientes que entran al mismo. El Jacinto de Agua creció considerablemente debido a las condiciones climáticas favorables de la región y a la alta presencia de nutrientes en el lago (N y P).

En la actualidad, el lago es utilizado con fines de consumo doméstico, irrigación, recreación, hidroelectricidad, navegación comercial en pequeña escala y pesca con fines comerciales. Tiene una longitud máxima de 11 km y un ancho máximo de 3.4 km (AMSA, 2010).

El Jacinto de Agua se encuentra ubicado en la región oeste del lago, cubriendo aproximadamente 750 m2, región en la cual el agua que se observa es más clara y limpia.

El Jacinto de Agua es una planta acuática que pertenece a la familia Pontederiaceae, que se extiende con rapidez en áreas tropicales y calientes, convirtiéndose a veces en maleza. Se extiende tan rápido en climas cálidos que la planta se ha vuelto una molestia en ciertos canales, prohibiéndose su uso en algunas áreas (Slocum & Robinson, 1999, p.64). Sin embargo, el Jacinto de Agua introducido en el lago ha ayudado a remover un porcentaje significativo de nutrientes que contiene el principal afluente del lago: el Río Villalobos.

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En diferentes partes del mundo como Tailandia, Brasil, Guatemala y otros se han realizado investigaciones del Jacinto de Agua como depurador de aguas residuales, encontrándose resultados positivos en la remoción de nutrientes como fósforo y nitrógeno. En varios estudios comparativos realizados, el Jacinto de Agua ha sobresalido por su alta capacidad de absorción frente a otras macrófitas acuáticas; además se ha encontrado que tiene capacidad para absorber y retener en sus raíces determinados contaminantes presentes en el agua.

El presente estudio es el primero que se realiza en Guatemala sobre la capacidad de remoción de contaminantes por el Jacinto de Agua (Eichhornia crassipes) introducido en el Lago de Amatitlán, y de la cuantificación de sus macro y micronutrientes para su posible uso en abono orgánico.

Se determinó la presencia de contaminantes en las raíces del Jacinto de agua y se cuantificaron los micro y macronutrientes en ambas secciones de la planta, por lo cual se recomienda únicamente el uso de los tallos/hojas para la elaboración de abono orgánico en determinados suelos.

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II.

ANTECEDENTES

A. El Lago de Amatitlán y su Cuenca: El Lago de Amatitlán se encuentra ubicado a 32 km de la ciudad capital, a una altura de 1,186 msnm (metros sobre el nivel del mar), con una longitud máxima de 11 km, y un ancho máximo de 3.4 km. Se estima que el volumen de agua es de 2.25*108 m3; su profundidad promedio es de 15 m y la máxima es de 32 m. Actualmente tiene una extensión de 15 km2 (AMSA, 2010).

La sección nor-occidental recibe las aguas del río Villalobos de donde provienen las aguas residuales domésticas y agroindustriales de la cuenca, y descarga sus aguas en el río Michatoya (ver imagen 1 de anexos). La parte sur-oriental del lago recibe agua de la parte nor-occidental y la escorrentía proveniente de tierras de uso agrícola, que acarrea fertilizantes, plaguicidas y descargas intermitentes durante la época seca, provenientes de beneficios de café e ingenios de azúcar (Basterrechea Díaz, 1997, p.4).

El lago es ejemplo de un cuerpo de agua de usos múltiples (ver imagen 2 de anexos). Está siendo adversamente afectado por la expansión de la ciudad de Guatemala y su área de influencia, lo cual causa efectos indeseables tanto en el lago como en las personas que viven en sus alrededores. Entre los factores que afectan la calidad ambiental del lago están: a) arrastre de sedimento; b) crecimiento poblacional por la actividad migracional; c) crecimiento urbano no controlado ni planificado; d) usos incompatibles del suelo, asinamientos y exceso de población e) ausencia de reglamento único de construcción f) disposición de tratamiento de aguas residuales y residuos sólidos, y g) carencia de planificación urbana y ordenamiento territorial en los municipios de la cuenca ( AMSA, 2003, p.32)

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B. Características de la cuenca del Lago de Amatitlán (Cuenca Alta del Río María Linda):

La cuenca en toda su dimensión cuenta con aproximadamente 381.31 km² y está ubicada en la zona de la Provincia Fisiográfica de la Sierra Madre. Esta cuenca es una subcuenca del río María Linda y se ubica dentro de las coordenadas, 14º 42´ a 14º 22´ 75” N y 90º42´ a 90 16´ 86” W.

Los límites de la cuenca son los siguientes: al Norte con la divisoria continental de aguas (Calzada Roosevelt y Boulevard Liberación, siguiendo hacia los Arcos en la ciudad de Guatemala) y la cuenca del Río Motagua de la Vertiente del Océano Atlántico; al Oeste con la cuenca del Río Achiguate; al Este con la cuenca del Río Los Esclavos; al sur con el Río Michatoya y parte media del Río María Linda, que constituye una de las cuencas de la Vertiente del Pacífico.

Ésta cuenca está formada por catorce municipios, 8 del departamento de Guatemala y 6 de Sacatepéquez. Siendo los municipios de Guatemala: Mixco, Villa Nueva, Villa Canales, Amatitlán, Santa Catarina Pinula, San Miguel Petapa, Guatemala y Fraijanes; de Sacatepéquez: Santiago Sacatepéquez, San Bartolomé Milpas Altas, Santa Lucía Milpas Altas, San Lucas Sacatepéquez, San Pedro Sacatepéquez y Magdalena Milpas Altas. (AMSA, 2010).

La cuenca del Lago de Amatitlán está conformada por varias microcuencas cuyas aguas convergen en el Río Villalobos, afluente principal del Lago de Amatitlán, el cual para 1978 ya presentaba elevada contaminación de sólidos en suspensión y altas concentraciones de plomo, fósforo, potasio, sodio, nitratos y nitritos entre otros (AMSA, 2010). El río Villalobos mantiene un caudal promedio en época seca de 0.85 y de 4.05 m3/s en época lluviosa (García García, 2002, p. 23).

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Las áreas de bosque en la cuenca han ido disminuyendo rápidamente a favor de las áreas urbanizadas y agrícolas. La morfometría de la cuenca es tal, que el proceso erosivo es muy activo. Estos factores de impermeabilización han contribuido a que la respuesta de la cuenca a la precipitación sea rápida; los caudales siguen el comportamiento del régimen de precipitación. Sin embargo, los caudales de septiembre son mayores que los de junio, por presentar el suelo mayor grado de humedad, menor infiltración y por lo tanto mayor escorrentía.

Los principales problemas en la calidad del agua del lago son asociados a las descargas por acumulación de compuestos tóxicos a través de la contaminación química, la proliferación de agentes patógenos para el hombre y otras especies, estos confieren al lago un ambiente insalubre y la eutrofización de sus aguas (Basterrechea Díaz, 1997, p. 2).

Se ha detectado una elevada contaminación con excretas, evidenciada a través de la presencia de coliformes fecales, provenientes de las descargas de aguas negras (AMSA, 2010).

C. Fauna: A la llegada de los españoles, en el lago existía una especie de pez pequeño llamado mojarra azul (Chichlasoma guttulatum), especie endémica del lugar. Posteriormente, se introdujo otra especie de pez, también herbívora: la pepesca (Astyanax fasciatus).

Alrededor de 1940, nuevamente fue sembrada otra especie en el Lago de Amatitlán. Este nuevo pez, el guapote o pez tigre (Chichlasoma managüense), es carnívoro. Pronto se alimentó de las especies herbívoras y omnívoras, provocando un desequilibrio en el ecosistema del lago. Este hecho ocasionó

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también la proliferación de microalgas (fitoplancton) y plantas acuáticas flotantes como el Jacinto de agua. Según estudios realizados por AMSA, el Chichlasoma managüense presenta en promedio 16 mg/kg de plomo. Se han detectado en el tejido muscular del pez, elevadas concentraciones de coliformes fecales y totales, entre otras. (AMSA, 2010).

Otro de los especímenes que se encuentran en gran proporción es el Chichlasoma macracanthum o mojarra negra, que es un pez omnívoro de carne muy nutritiva y pocas espinas. Además, en el lago se encuentran otras especies como la Tilapia spp, que es un pez herbívoro y de coloración gris oscuro y su fecundidad puede alcanzar de 800 a 1500 huevecillos por desove. Se encuentran también carpa, pupos, caracol, almeja, camarón y cangrejo.

Las descargas de residuos sólidos al lago afectan negativamente a la reproducción de peces, ya que éstos se precipitan al fondo y cubren los huevecillos de los peces y los organismos que son alimento para estos, impidiendo que se desarrollen (AMSA, 2010).

D. Flora: En el lago existen varias clases de plantas. En sus orillas se encuentran plantas como la Jussiaea peruviana, o hierba de clavo, la Typha scrirpas o tul. Otras plantas flotan, como la Eichhornia crassipes conocida como lechugilla, ninfa o Jacinto de agua. Entre las algas está la Mycrosystis aeruginosa (nata verde flotante) que produce un olor similar al gamexan (gama-hexano), provoca irritación en la piel y al ser ingerida produce vómitos pudiendo ocasionar la muerte.

Las algas se han reproducido en exceso debido a las grandes cantidades de fósforo y nitrógeno que llegan al lago proveniente de aguas residuales

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domésticas, industriales y agroindustriales, sin ningún tipo de tratamiento, las cuales son transportadas por el Río Villalobos (AMSA, 2010).

1. Jacinto de Agua (Eichhornia crassipes ) Nombre científico: Eichhornia crassipes (Standley & Steyermark, 1952, p. 45). Nombre Común: Ninfa, Lechugilla (AMSA, 2009-2010), Jacinto de Agua (Slocum & Robinson, 1999, p. 64). Familia: Pontederiaceae (Slocum & Robinson, 1999, p. 64). Género: Eichhornia Especie: E. crassipes (Standley & Steyermark, 1952, p. 45).

Nombrada por el político prusiano J. A. F. Eichhorn (1779-1856), éste género tropical, son plantas principalmente flotantes que vienen de Sur América. Siete especies arraigadas fueron encontradas en el lodo estancado de estanques de aguas frescas y de poco movimiento, ríos, lagunas, ocasionalmente persistentes en tierras saturadas (Slocum & Robinson, 1999, p.64). Abunda en elevaciones bajas; en Petén, Alta Verapaz, Baja Verapaz, Jutiapa, Santa Rosa, Escuintla, Sacatepéquez, Chimaltenango, y Huehuetenango. Esta especie se encuentra extendida en pequeños lagos de las montañas de Guatemala, en algunos casos casi llenos de la misma (Standley & Steyermark, 1952, p. 45). El Jacinto de agua se extiende con rapidez en áreas tropicales y calientes, convirtiéndose a veces en maleza (Slocum & Robinson, 1999, p. 64).

La E. crassipes requiere de suficiente luz solar antes de florecer (Slocum & Robinson, 1999, p. 64). Tiene tallos cortos, raíces abundantes en ramificaciones plumosas (Standley & Steyermark, 1952, p. 45), los pétalos con forma de balón se hinchan de un tejido esponjoso, permitiendo a los pétalos flotar y soportar las hojas redondas de color verde pálido brillante en perfectas

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rosetas; muere fácilmente al contacto con aguas saladas (Slocum & Robinson, 1999, p. 64).

La reproducción del Jacinto de Agua puede ser por semilla y por estolones, siendo la reproducción fundamentalmente vegetativa. Dichos estolones se forman en las rosetas de las hojas dando origen a otras plantas, posteriormente se independizan y continúan la diseminación hasta llegar a formar inmensas plataformas flotantes, las cuales se originan por el entrelazado de su follaje y raíces. La reproducción del lirio acuático disminuye notablemente durante el verano y la primavera principalmente debido a la falta de lluvias y a la temperatura. Esto provoca además el marchitamiento y secado de las hojas (García Barrios, 2000, p. 5-6).

Se extiende tan rápido en climas cálidos que la planta se ha vuelto una molestia en ciertos canales, encontrándose prohibida en algunas áreas (Slocum & Robinson, 1999, p. 64). Sin embargo se han realizado estudios en distintas partes del mundo sobre el potencial de remoción de nutrientes y contaminantes por absorción de la E. crassipes, en los cuales se han obtenido buenos resultados.

Así se evaluó la acción depuradora de algunas plantas acuáticas sobre las aguas residuales, donde se comparó la capacidad depuradora de cinco plantas acuáticas en aguas residuales domésticas. Dentro de las cinco plantas se demostró que el Jacinto de agua fue la planta acuática más eficiente, logrando remociones de hasta 38 kg de NTK (Nitrógeno Total Kjeldahl) y hasta 13 kg de PT (Fósforo total) por hectárea (Rodríguez Pérez, et. al. sf.)

Otro estudio comparativo realizado en la laguna Imboassica de Rio de Janeiro confirmó la alta eficiencia de remoción de nutrientes de E. crassipes,

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obteniéndose como valores máximos de absorción un 85 % y 97 % para nitrógeno y fósforo respectivamente (Petrucio & Esteves, 2000, p. 234).

Se ha encontrado también que además de ser eficiente removiendo nutrientes, es capaz de absorber ciertos contaminantes presentes en el agua. En un estudio de Fitorremediación de metales pesados por el Jacinto de agua en humedales artificiales, realizado en Taiwán, se determinó la capacidad de absorción de las raíces del Jacinto de agua para ciertos metales pesados. Se encontró una absorción de plomo por las raíces del mismo de 5.4 kg/ha siendo ésta la planta más eficiente en la absorción del plomo (Shao, 2004, p. 66).

El Jacinto de agua es capaz también de absorber metales pesados considerados contaminantes que pueden estar presentes en el lago por contaminación antropogénica.

En Guatemala se realizó una evaluación de distribución de metales pesados en las plantas acuáticas: Jacinto de Agua y Tul

utilizadas en la planta de

tratamiento de aguas residuales La Cerra, Villa Canales por medio de Fluorescencia de Rayos X, donde se obtuvieron resultados de 0.987 y 0.964 mg/kg para As y Pb respectivamente en la raíz del Jacinto de Agua en biofiltros anaeróbicos, presentando una mejor habilidad fitodepuradora en comparación con el Tul. Con los resultados obtenidos en esa evaluación, se determinó que las plantas tienen capacidad diferencial de acumulación de elementos químicos en sus diferentes secciones o tejidos, observándose concentraciones mayores en la raíz de ambas plantas acuáticas (Benítez Pacheco, 2008, p. 42, 53).

Con estos y otros estudios se ha determinado que el Jacinto de agua es, entre las macrófitas acuáticas, de las más eficientes en absorción de nutrientes, por lo cual fue introducida en el Lago de Amatitlán.

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En el Lago de Amatitlán, AMSA realizó un estudio sobre remoción de nutrientes (nitrógeno y fósforo) por absorción de Jacinto de Agua E. crassipes, en el cual se realizó un experimento controlado con agua del lago, la cual fue analizada en distintos períodos para encontrar el período óptimo de cosecha, encontrándose que éste tiene un punto máximo de absorción poco antes de morir, ya que al morir el proceso se invierte y todos los nutrientes absorbidos son liberados de nuevo al agua. En el estudio se concluyó que en condiciones controladas, el Jacinto de agua actúa como tratamiento terciario para aguas naturales, observándose en un período de tres semanas una reducción de hasta 23% de ortofosfato (PO4), el nutriente más importante en el caso de eutrofización de lagos (AMSA, 2009).

E. Abono Orgánico Un abono en general, se considera aquel material que se aplica al suelo y estimula el crecimiento de las plantas de manera indirecta, a través de mejorar las propiedades físicas del suelo (Salazar, et. al. 2003, p.1). Siendo su función básica fertilizar la tierra sobre la cual se aplica. Por lo tanto, tiene que contener los nutrientes que las plantas necesitan para su crecimiento y también para producir las partes vegetales que justifican su cultivo: flores, frutos, hojas, etc.

Los abonos químicos consisten en agregados granulados o líquidos de sustancias químicas formados por los elementos en los cuales se basa la nutrición de los vegetales (Cid, s.f. p.1).

Loa abonos orgánicos más comúnmente utilizados con fines agrícolas son los estiércoles de diferentes especies animales, las compostas y los residuos de cultivos (Salazar, et. al. 2003, p.3). El Jacinto de agua del lago sería utilizado como una mezcla entre residuos de cultivos y compost, el cual tendría una estructura mucho más compleja que un abono químico, donde los nutrientes

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formarían parte de un entramado en el cual estarían unidos a otras moléculas, básicamente orgánicas, que modularían y facilitarían la liberación y posterior absorción de los nutrientes por parte de las plantas.

Los elementos químicos que sirven de alimento a los vegetales se clasifican en dos grupos: macronutrientes y micronutrientes.

F. Macronutrientes y micronutrientes Los macronutrientes son los que las plantas necesitan en mayor proporción, ya que constituyen los elementos químicos más abundantes de su composición orgánica. Los micronutrientes u oligoelementos, en cambio, son necesarios en muy pequeñas cantidades y, por ello, su presencia en las plantas es más reducida que en el caso de los macronutrientes. Sin embargo, tanto unos como otros son esenciales para el buen desarrollo de los vegetales (Cid, s.f. p.1).

En la tabla No. 1, figuran los 13 elementos químicos que las plantas necesitan tomar del suelo para poder vivir, su clasificación en función de la abundancia relativa en la composición vegetal y la proporción media aproximada de cada elemento dentro del conjunto.

Tabla 1 Macronutrientes y micronutrientes de las plantas Macronutrientes

Micronutrientes

Primarios

Secundarios

Fe, Zn, Cu, Mn, Mo, B, Cl

N

2.00%

Ca

1.30%

La suma de todos ellos supone el 1%

P

0.40%

Mg

0.40%

de la composición química de las

K

2.50%

S

0.40%

plantas

Fuente: (Cid, s.f. p.1)

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Como se puede ver, en el suelo deben abundar los macronutrientes porque las plantas los necesitan en mayor proporción. Los micronutrientes, en cambio, pueden ser más escasos, pero también tienen que estar presentes (Cid, s.f. p.1).

Una parte importante de la composición de los abonos orgánicos es el contenido de materia orgánica. Los principales beneficios de la materia orgánica en el suelo son:  Incrementa la actividad biológica. Aporta nutrientes, energía y hábitat para los microorganismos del suelo.  Actúa como reserva de nutrientes. Durante la descomposición de la materia orgánica se liberan macro y micronutrientes.  Retiene nutrientes en forma disponible. Aporta cargas negativas a la capacidad de intercambio catiónico del suelo, donde puede retener nutrientes y metales pesados que de otra manera se lixiviarían.  Favorece la estructura del suelo. Actúa como agente cementante de las partículas del suelo, formando agregados estables durante periodos de humedecimiento y secado.  Incrementa la porosidad. La formación de agregados mejora la porosidad del suelo, aumentando la retención de agua en suelos arenosos y la permeabilidad en suelos arcillosos.

Para lograr un uso sustentable del suelo cuando se utilizan abonos orgánicos, es importante evaluar el suelo para conocer sus propiedades, seleccionar los sitios más idóneos y así minimizar riesgos de contaminación o degradación de la calidad del suelo. Entre las propiedades del suelo a

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considerar están: textura, permeabilidad, pendiente, pH, capacidad de intercambio catiónico, salinidad (Salazar Sosa, et. al. 2003, p. 7).

En Guatemala el único antecedente sobre el uso del Jacinto de agua en abono orgánico modifica la relación carbono/nitrógeno a partir de la biodegradación anaerobia del Jacinto de agua por la acción microbiana del fluido ruminal, utilizando urea como fuente nitrógenada, (Morales Ortiz, 2003) por lo cual se diferencia del presente estudio ya que no se pretende utilizar fuentes nitrogenadas alternas.

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III.

JUSTIFICACIÓN

El Lago de Amatitlán se encuentra en un estado eutrófico debido a la descarga de aguas residuales domésticas e industriales que recibe de su principal afluente el Río Villalobos, siendo éstas descargas las mayores portadoras de nitrógeno y fósforo.

Para minimizar la entrada de nutrientes al lago se han realizado varios estudios, entre los cuales se encuentran las plantas acuáticas como filtros biológicos, que remueven nutrientes y sustancias tóxicas. En el Lago de Amatitlán se estableció el Jacinto de agua (Eichhornia crassipes) debido a que es una planta acuática flotante muy eficiente para la absorción de los nutrientes nitrógeno y fósforo, siendo un método de remoción de bajo costo con muy buenos resultados en sus efluentes (AMSA, 2009).

Debido a la alta concentración de nutrientes en el Lago de Amatitlán, el Jacinto de agua se ha multiplicado en el mismo, por lo cual se ha buscado la forma de aprovecharlo de alguna manera para que su cosecha tenga un objetivo, y detener la expansión que de lo contrario podría contribuir a la eutrofización que sufre el lago actualmente.

Un posible uso considerado es la elaboración de abono orgánico, gracias al interés que se ha mostrado por sustituir el uso de agroquímicos por éstos en los últimos años. En otros países el Jacinto de agua ya es utilizado como abono orgánico, y como materia prima para una infinidad de productos.

El muestreo se realizará solamente una vez sin delimitar la época del año debido a que el Jacinto de agua tiene un máximo de absorción de nutrientes al llegar a su altura máxima antes de su muerte, la cual no ha sido estandarizada aún. Se trabajará con el Jacinto de agua en dos secciones, la primera compuesta por el

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tallo y hojas, y la segunda compuesta por la raíz, debido a que se encontraron antecedentes sobre la bioacumulación de contaminantes (Pb y Cd) en la raíz del mismo (Benítez Pacheco, 2008, p.53).

El presente estudio tiene como objetivo principal determinar el posible uso del Jacinto de agua (E. crassipes) del Lago de Amatitlán en abono orgánico, a través de la cuantificación de sus nutrientes y de la determinación de arsénico, mercurio, plomo y cadmio.

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IV.

OBJETIVOS

A. Objetivo General:

Evaluar el potencial del Jacinto de agua (Eichhornia crassipes) como abono orgánico con base en su contenido de nutrientes y contaminantes.

B. Objetivos Específicos:

1. Cuantificar los nutrientes (calcio, cobre, fósforo, hierro, magnesio, manganeso, nitrógeno, potasio, sulfato y zinc) del Jacinto de agua (Eichhornia crassipes) del Lago de Amatitlán para su aprovechamiento en abono orgánico. 2. Determinar la presencia de contaminantes (arsénico, mercurio, plomo y cadmio) en el Jacinto de agua (Eichhornia crassipes) del Lago de Amatitlán.

V.

HIPÓTESIS

El Jacinto de agua (Eichhornia crassipes) posee la capacidad de retener contaminantes en la raíz, permitiendo así la utilización de tallos y hojas como abono orgánico.

19

VI.

MATERIALES Y MÉTODOS

A. Diseño experimental: El

presente

estudio

es

exploratorio,

no

experimental,

transversal

o

transaccional en el tiempo, donde se cuantificaron los nutrientes (calcio, cobre, fósforo, hierro, magnesio, manganeso, nitrógeno, potasio, sulfato y zinc) y determinaron contaminantes (arsénico, cadmio, mercurio y plomo) en el Jacinto de agua (Eichhornia crassipes) del Lago de Amatitlán para su aprovechamiento en abono orgánico, utilizando espectrofotometría de absorción atómica, espectrofotometría UltraVioleta Visible y método Kjeldahl. Se realizaron comparaciones

de

las

concentraciones

encontradas

de

nutrientes

y

contaminantes con otros estudios, sin embargo debido al alcance del estudio, el diseño de investigación se enfocó de manera distinta sin incluir los datos de estos estudios en el diseño estadístico ni como parte integral de los resultados y discusión.

El universo estuvo comprendido por el Jacinto de agua (Eichhornia crassipes) que cubre la región oeste del Lago de Amatitlán de Guatemala.

El muestreo fue estratificado al azar, ya que el Jacinto de agua cubre aproximadamente 750 m2 de la región oeste del Lago de Amatitlán, siendo muy difícil el análisis de todo el universo. La región fue dividida en 3 partes para recolectar 18 muestras (6 en cada punto de muestreo), compuestas por la raíz, tallo y hojas, obteniendo así un muestreo significativo.

20

El número de muestras se calculó de la siguiente manera:

=(

)∆

Donde: N = Tamaño poblacional de 750 m2, asumiendo cuadros de 1 m2. Desviación estándar NC = Z1-α/2 = 1.96 ∆ = Límite de error: ∆ =

2

=

4

Sustituyendo el límite de error en la fórmula original quedó:

= −1

+

La cual al simplificar quedó:

=

( − 1) +1 4

=

750 = 15.08 Muestras 749 +1 4(1.96)

El análisis de los datos obtenidos se realizó con estadística descriptiva, dividiendo los resultados en raíz y tallo/hoja, de la siguiente manera: 

Se realizó una estimación para cada variable con un intervalo de confianza del 95%.

21



Se llevó a cabo la descripción de los datos obtenidos mediante una distribución de frecuencia de cada variable (solo contaminantes).



Se calcularon medidas de tendencia central: media, mediana y moda; para cada parámetro.



Se calcularon medidas de variabilidad: rango, desviación estándar y varianza.



Se realizaron tablas según convino.

B. Materiales:

1. Reactivos

Durante el análisis, se utilizaron solamente reactivos de grado analítico o Suprapur y agua ultrapura.

a) Agua desionizada b) Agua ultrapura c) Solución estándar de calcio de 1000 mg/L d) Solución estándar de cobre de 1000 mg/L e) Solución estándar de hierro de 1000 mg/L f) Solución estándar de magnesio de 1000 mg/L g) Solución estándar de manganeso de 1000 mg/L h) Solución estándar de potasio de 10000 mg/L i) Solución estándar de zinc de 10000 mg/L j) Solución estándar de arsénico de 1000 mg/L k) Solución estándar de plomo de 1000 mg/L l) Solución estándar de mercurio de 1000 mg/L m) Solución estándar de cadmio de 1000 mg/L

22

n) Solución estándar de azufre de 1000 mg/L o) Solución estándar de fósforo de 10000 mg/L p) Ácido clorhídrico, HCl (37 %) grado reactivo q) Oxido de lantano, La2O3 r) Solución de lantano al 5% i.

Se disolvieron 58.65 g de Óxido de Lantano (La2O3) en 250 mL de ácido clorhídrico grado reactivo concentrado, se agregó el ácido despacio hasta que el óxido se disolvió (realizar la adición en baño frío), luego se diluyó con agua hasta llegar a 1000 mL con agua bidestilada. Nota: La reacción fue exotérmica.

s) Nitrato de magnesio hexahidratado, Mg(NO3)2* 6H2O libre de fósforo para análisis t) Solución de nitrato de magnesio hexahidratado, Mg(NO3)2* 6H2O i.

Se disolvieron 950 g de Mg(NO3)2* 6H2O (libre de fósforo) en H2O y se aforó a 1.0 L.

u) Cloruro de bario dihidratado, BaCl2*2H2O para análisis v) Tween 80 (polisorbato) w) Solución de cloruro de bario – Tween 80, BaCl2-Tween 80: i.

Se disolvieron 20 g de BaCl2*2H2O y 20 mL de Tween 80 (Polisorbato 80) en agua y se diluyeron a 100 mL.

x) Ácido nítrico, HNO3, 65 % Suprapur y) Ácido clorhídrico, HCl 2 mol/L i.

Se diluyeron 167 mL de HCl (37 %) con agua a 1.0 L.

z) Vanadato de amonio, NH4VO3 grado analítico aa) Molibdato de amonio tetrahidratado, (NH4)6Mo7O24*4H2O en polvo para análisis bb) Solución de nitro-vanado-molibdato i.

Solución de vanadato de amonio, NH4VO3 0.9 g/L a. Se disolvieron 0.9 g de vanadato de amonio, NH4VO3, en alrededor de 500 mL de agua hirviendo, se enfrió.

23

b. Se agregaron 24 mL de HNO3 (65 %). c. Se diluyeron con agua a 1.0 L. ii.

Solución

de

molibdato

de

amonio

de

molibdato

tetrahidratado,

(NH4)6Mo7O24*4H2O 19 g/L a. Se

disolvieron

19

g

de

amonio,

(NH4)6Mo7O24*4H2O, en 500 mL de agua a 50oC, se enfrió. b. Se diluyó con agua a 1.0 L. iii.

Ácido nítrico, HNO3 1.5 mol/L a. Se diluyeron 105 mL de HNO3 con agua a 1.0 L.

cc) Mezclar las soluciones i,ii, y iii en partes iguales. dd) Peróxido de hidrogeno, H2O2 al 30 % ee) Ácido sulfúrico, H2SO4 > 51 % ff) Cloruro de estaño, SnCl2 al 1.1 % i.

13.06 g de SnCl2 más 30 mL de HNO3 en 1.0 L de agua. Se disolvió la sal en agua antes de agregar el HNO3, se recomienda el uso de HCl ultrapuro.

gg) Diluyente para análisis de mercurio: i.

58 mL de HNO3 más 67 mL de H2SO4 en 1.0 L de agua.

ii.

En aproximadamente 250 mL de agua y con baño frío, se agregaron 58 mL de HNO3 y luego H2SO4 con agitación constante.

iii.

Se aforó a 1.0 L hasta que la solución se encontró a temperatura ambiente.

hh) Azul de metileno al 0.1 % diluido en etanol al 95 % ii) Rojo de metilo al 0.1 % diluido en etanol al 95 % jj) Etanol, C2H6O al 95 % kk) Mezcla indicadora: i.

Se mezclaron 10 mL de verde de bromocresol con 2 mL de la solución de rojo de metilo en un frasco gotero.

ll) Ácido bórico, H3BO3 en cristales para análisis mm) Ácido bórico, H3BO3 al 10 %

24

i.

Se disolvieron 25 g de ácido bórico (en cristales) en 250 mL de agua destilada hirviendo. Después de que se enfrió se transfirió la solución a un frasco tapado. Este se conserva indefinidamente.

nn) Ácido clorhídrico 0.01 N (solución valorada) i.

Se preparó 1.0 L y se valoró con una solución de NaOH de la misma normalidad.

oo) Hidróxido de sodio, NaOH en lentejas para análisis, pp) Hidróxido de sodio, NaOH al 30 % i.

Se disolvió en baño frio, 150 g aproximadamente de hidróxido de sodio en 350 mL de agua destilada (precaución: reacción exotérmica). Almacenar la solución en un frasco de vidrio ámbar con tapón de vidrio.

qq) Tabletas catalizadoras Kjeltab (3.5 g K2SO4 + 0.1 g CuSO4-5H2O)

2. Cristalería a) Balones aforados de 5 mL b) Balones aforados de 10 mL c) Balones aforados de 20 mL d) Balones aforados de 25 mL e) Balones aforados de 50 mL f) Balones aforados de 100 mL g) Balones aforados de 200 mL h) Balones aforados de 250 mL i) Balones aforados de 1000 mL j) Beakers de 250 mL k) Beakers de 500 mL l) Beakers de 1000 mL m) Probeta de 10 mL n) Probeta de 50 mL

25

o) Crisoles de porcelana de 30 mL de capacidad con tapadera p) Embudos de vidrio pequeños q) Varillas de vidrio r) Tubos de ensayo de 10 mL de capacidad s) Matraz de digestión Kjeldahl de 125 mL t) Erlenmeyer de 10 mL u) Frasco gotero de 25 mL v) Frasco ámbar de 1.0 L w) Bureta de 10 mL

3. Equipo a) Mufla b) Pipeta automática de 1 mL c) Pipeta automática de 5 mL d) Pipeta automática de 10 mL e) Estufa eléctrica con capacidad de 200 oC f) Balanza analítica g) Espectrómetro de Absorción Atómica equipado con Horno de Grafito y Generador de Hidruros, Perkin Elmer. h) Lámpara de calcio HCL (Hollow Cathode Lamp: Lámpara de Cátodo Hueco) i) Lámpara de cobre HCL j) Lámpara de hierro HCL k) Lámpara de magnesio HCL l) Lámpara de manganeso HCL m) Lámpara de potasio HCL n) Lámpara de zinc HCL o) Lámpara de mercurio EDL (Electrodeless Discharge Lamp: Lámpara de Descarga de Electrones)

26

p) Lámpara de arsénico EDL q) Lámpara de plomo HCL r) Lámpara de cadmio HCL s) Espectrofotómetro rango visible, con cubetas de una longitud de paso de luz de 10 mm. t) Mezclador de vórtice u) Baño maría v) Sistema de Digestión Microondas CEM w) Campana de extracción x) Molino y) Aparato destilador Kjeldahl

4. Materiales especiales a) Papel filtro de tamaño de poro ≤3 um. (WHATMAN No. 5) b) Papel filtro de tamaño de poro de 11 um. (WHATMAN No. 1) c) Puntas para pipeta automática de 1 mL d) Puntas para pipeta automática de 5 mL e) Puntas para pipeta automática de 10 mL f) Pinzas para mufla g) Papel encerado h) Papel de aluminio i) Pisetas j) Espátula k) Bolsas de plástico herméticas l) Baño frío m) Bandejas de aluminio para transportar n) Cronómetro con timer o) Cubetas grandes para muestreo p) Papel mayordomo

27

q) Guantes de nitrilo desechables r) Guantes de látex desechables s) Lámparas de 250 W t) Termómetro data logger u) Tamizador de 1 mm de diámetro v) Mechero Bunsen w) Soporte universal x) Perlas de ebullición y) Guantes de asbesto z) Pinzas largas

5. Materiales de oficina a) Papel bond tamaño carta para impresión b) Marcador permanente c) Lapicero d) Lápiz e) Calculadora f) Memoria USB (Universal Serial Bus: Bus Universal en Serie) g) Computadora de escritorio h) Computadora portátil i) Cuaderno j) Impresora k) Tinta para impresora l) Hojas para impresión m) Engrapadora n) Sacabocados

28

C. MÉTODOS

1. Muestreo El muestreo fue estratificado al azar, en el que se dividió la región cubierta por el Jacinto de agua en 3 partes para recolectar 18 muestras (6 en cada punto de muestreo) compuestas por la raíz, tallo y hojas, y obteniendo así un muestreo significativo. Se recolectaron plantas sin partes enfermas o atacadas por insectos.

Las muestras se trasladaron, en un medio acuoso, inmediatamente a los secadores localizados en el Laboratorio Nacional de Salud para prevenir su descomposición.

2. Preparación de la muestra La preparación de la muestra de tejidos vegetales es crítica para obtener resultados analíticos confiables, por lo tanto, deben seguirse procedimientos adecuados para su descontaminación, secado, molienda y almacenaje (Sadzawka, 2007, p.9).

a) Descontaminación: Se removió bien toda la materia extraña a la muestra, especialmente tierra o arena adherida, pero sin lixiviar (los elementos más afectados por las partículas de polvo son Al, Fe, Mn y Si). El lavado se realizó solamente en muestras frescas, con agua potable sin presión para evitar lixiviados y luego se enjuagaron con agua destilada (Sadzawka, 2007, p.10).

29

b) Secado: La muestra se secó en horno (a 70 ± 5oC) lo más rápido posible para prevenir la descomposición (AMSA, 2009) ya que el secado de la muestra detiene los procesos enzimáticos y la estabiliza (Sadzawka, 2007, p.9).

c) Molienda: Se molió la muestra en un molino adecuado hasta que pasó toda a través de un tamiz de 1.0 mm (esto facilitó la destrucción de la materia orgánica) (Sadzawka, 2007, p.9). Después de la molienda, se homogenizó la muestra y se separó una porción de 10 a 15 g para los análisis y almacenaje (Sadzawka, 2007, p.10). Se evitó la pérdida de peso por respiración y/o molienda (AMSA, 2009).

d) Almacenaje: Se colocó la porción de muestra representativa, seca, molida y homogénea, en un recipiente hermético de plástico. Se almacenó en un lugar oscuro, frío y seco. Cuando los análisis no se realizan inmediatamente, las muestras deben ser almacenadas en refrigerador (4oC). Las muestras secas pueden almacenarse, en las condiciones del laboratorio, por al menos 10 años, para los siguientes elementos: Al, B, Ca, Cl, Cu, Fe, K, Mg, Mn, N, Na, NO3-, P, S y Zn (Sadzawka, 2007, p. 10).

3. Digestión ácida por microondas a) Se pesaron 0.5 g de muestra vegetal seca, tamizada a 1.0 mm y homogenizada. Se colocó el material en un vaso diseñado para digestión en horno de microondas. b) Se agregaron 7 mL HNO3 al 65 % a cada muestra.

30

c) Se agregaron 2 mL H2O2 al 30 % a cada muestra. d) Blanco: a. Se agregaron 7 mL de HNO3 al 65 % y 2 mL de H2O2 al 30 % en un vaso para digestión en horno de microondas. e) Se colocó en horno de microondas y se digirió por 15 minutos a 200 oC con una potencia de trabajo de 1600 W (El potencial inicial debe ser de 1200 W y el tiempo total de digestión debe ser de 45 minutos tomando en cuenta los 15 minutos de digestión y 20 minutos de ventilación). f) Mientras las muestras aun estaban tibias, se filtró el digerido con papel Whatman No. 1 y se trasvasó a un balón aforado de 50 mL (Plank, 1992, p. 9-10); (U.S. EPA Methods, 2007).

4. Metales en Plantas Método Espectrofotométrico de Absorción Atómica (Aplicable a calcio, cobre, hierro, magnesio, manganeso, potasio, y zinc)

a) Determinación:

i.

Al filtrado de la digestión ácida por microondas, se agregaron 5 mL de solución de lantano al 10 % y se aforó a 50 mL.El P interfiere en la determinación de calcio y puede interferir en la determinación de Mg con quemadores aire-C2H2. Se eliminaron las interferencias añadiendo una solución stock de La, a estándar y muestras para que la solución final tuviera 1 % de La. El P no interfiere con la determinación de Ca cuando se usa una llama N2O-C2H2) (AOAC, 1995, Chapter 3, p. 3-4).

31

ii.

Se determinó por Espectrofotometría de Absorción Atómica en la técnica de llama con las siguientes condiciones para cada elemento:

Tabla 2. Condiciones del equipo de absorción atómica para los metales analizados por la técnica de llama Longitud Lámpara de onda Corriente Rendija Energía Metales (HCL) (nm) (mA) (nm) (W) Antiinterferente La2O3 Calcio Calcio 422.7 10 0.7 62 NR Cobre Cobre 324.8 15 0.7 78 NR Hierro Hierro 248.3 30 0.2 55 La2O3 Magnesio Magnesio 285.2 6 0.7 71 NR Manganeso Manganeso 279.5 30 0.2 47 NaCl Potasio Potasio 766.5 12 0.7 90 NR Zinc Zinc 213.9 15 0.7 51 NR: No requerido

Nota: El oxidante (aire) debe tener un flujo de 17 L/min y el gas acarreador (acetileno) un flujo de 2.0 L/min, con excepción para el calcio donde el gas acarreador debe tener un flujo de 2.2 L/min.

i.

Donde las curvas constaron con los siguientes puntos: 1) Calcio y potasio: 2.00 mg/L, 4.00 mg/L y 12.00 mg/L. 2) Hierro y cobre: 1.50 mg/L, 3.00 mg/L y 9.00 mg/L. 3) Magnesio, manganeso y zinc: 0.35 mg/L, 0.70 mg/L y 2.10 mg/L (Perkin, 2000, p. 30).

ii.

Se hicieron las diluciones necesarias con una disolución de HNO3 al 14 % y H2O2 al 4 % para obtener disoluciones con valores dentro de la curva.

32

b) Cálculos:

=

∗

∗

ó

5. Método para As, Cd, Hg y Pb. Método Espectrofotométrico de Absorción Atómica con técnica de horno de grafito y generador de hidruros.

a) Determinación:

i.

Se aforaron los filtrados de la digestión ácida por microondas a 50 mL.

ii.

Se prepararon los modificadores de matriz correspondientes y se colocaron en el automuestreador del horno de grafito.

iii.

Se determinó por Espectrofotometría de Absorción Atómica, utilizando la técnica de horno de grafito para la determinación de arsénico, plomo y cadmio; y por la técnica de generador de hidruros para la determinación de mercurio; con las siguientes condiciones:

33

Tabla 3. Condiciones del equipo de absorción atómica para los metales analizados por la técnica de horno de grafito y generador de hidruros Longitud de onda Corriente Rendija Metales Lámpara (nm) (mA) (nm)



Energía (W)

Arsénico Arsénico

193.7

300

0.7

64

Modificador de matriz Mg(NO3)2

Cadmio

Cadmio

288.8

4

0.7

48

Mg(NO3)2

Mercurio Mercurio

253.7

185

0.7

73

NR

Plomo Plomo NR: No requerido

293.3

10

0.7

74

NH4H2PO4

Nota: El gas acarreador (argón) debe tener un flujo de 2.0 L/min. iv.

Donde las curvas constaron de los siguientes puntos: 1) Arsénico: 0.50 ug/L, 3.00 ug/L, 5.00 ug/L, 8.00 ug/L y 10.00 ug/L. 2) Cadmio: 1.00 ug/L, 2.00 ug/L, 4.00 ug/L, 8.00 ug/L y 10.00 ug/L. 3) Mercurio: 1.00 ug/L, 4.00 ug/L, 6 .00 ug/L y 10.00 ug/L. 4) Plomo: 10.00 ug/L, 30.00 ug/L, 50.00 ug/L, 80.00 ug/L y 100.00 ug/L (Perkin, 2000, p. 62).

v.

Se hicieron las diluciones necesarias con una disolución que contuviera HNO3 al 14 % y H2O2 al 4 % para obtener soluciones con valores dentro de la curva.

b) Cálculos:

=

∗

∗

ó

34

6. Azufre en Plantas Método del Nitrato de Magnesio

a) Digestión de la muestra:

i.

Se pesó 1 gramo de muestra en un crisol grande de porcelana, (incluir dos blancos).

ii.

Se agregaron 15 mL de solución de Mg(NO3)2 para que todo el material entrara en contacto con la solución. (Es importante agregar suficiente solución de Mg(NO3)2 para asegurar la oxidación y fijación completa de azufre (S) presente. Para muestras grandes y para muestras con contenidos altos de S, una cantidad proporcionalmente más grande de esta solución debe ser usada).

vi.

Se calentó en una estufa eléctrica (200oC) y se subió gradualmente la temperatura hasta que no hubo mayor reacción.

vii.

Se transfirió el crisol aun caliente a la mufla (≤500oC) por cuatro horas. (No deben quedar partículas negras. Si es necesario, romper la capa de muestra utilizando una varilla de vidrio y calcinar de nuevo.)

viii. ix.

Se removió el crisol y se dejó enfriar. Se agregó H2O, hasta humedecer toda la muestra, luego HCl concentrado en exceso (5 mL).

x.

Se llevó la solución a ebullición, se filtró, se trasvasó a un balón de 100 mL, se lavó minuciosamente, y se aforó.

35

b) Preparación de la curva de calibración: i.

Se estimó la concentración del SO42- en la muestra por comparación de las lecturas de turbidez con la curva de calibración preparada por estándares que tenían el SO42- a través de todo el procedimiento.

ii.

Solución estándar de azufre, 200 mg/L de S. 1) Se diluyeron 20 mL de la solución estándar de 1000 mg/L de S a 100 mL con agua.

iii.

A seis balones aforados de 100 mL se les agregó: 1) Alrededor de 40 mL de agua. 2) 0-1-2-5-10-20 mL de la solución estándar de 200 mg/L de S, 4 mL de solución de nitrato de magnesio y 3 mL de HCl debido a que la muestra fue calcinada y aforada a 50 mL.

iv.

Esta serie de estándares contenía 0-2-4-10-20-40 mg/L de S-SO4 (Sadzawka, 2007, p.55).

Nota: Arriba de 40 mg/L SO42- la precisión disminuye y la suspensión de BaSO4 pierde estabilidad. c) Determinación:

v.

Se transfirió a un recipiente de vidrio una alícuota de 10 mL de los filtrados de la muestra, la serie de estándares y de los blancos.

vi.

Se agregó 1 mL de la solución de cloruro de bario-tween 80 y se mezcló.

vii.

Se dejó reposar 30 min.

36

viii.

Se agitó y se leyó la absorbancia contra agua a 440 nm.

Nota: Debe leerse antes de 3 h (AOAC, 1995, Chapter 3, p. 22), (Sadzawka, 2007, p.55). d) Cálculos

Concentración de S en la muestra, en % o en g/kg o en mmol/kg, según:

(%) =

( − ) ∗ ∗ 100 ∗ 1000 ∗ 1000

( /

)=

( − )∗ ∗ 1000

Donde: a = mg/L de S – SO42- en el filtrado de la muestra. b = mg/L de S – SO42- en los filtrados de los blancos. V = volumen final en mL de filtrado. M = masa en g de muestra.

7. Fósforo en plantas Colorimetría con nitro-vanado-molibdato

En el filtrado obtenido en la preparación de la muestra, se determinó la concentración de P por colorimetría del complejo fosfo-vanadomolibdato.

37

a) Calcinado:

i.

Se pesó 1 gramo de muestra seca en un crisol de porcelana.

ii.

Se calcinó a 500oC por 4 h (tomar en cuenta el tiempo de calentamiento de la mufla).

iii.

Se dejó enfriar la mufla a temperatura ambiente, y se humedecieron las cenizas cuidadosamente con 1-2 mL de H2O.

iv.

Se agregaron 10 mL HCl (1+1), y se calentó en estufa eléctrica hasta ebullición. Se enfrió.

v.

Se filtró el contenido del crisol a través de papel filtro, recibiendo el filtrado en un balón aforado de 50 mL, se lavó y enrasó con agua.

b) Preparación de la curva de calibración:

i.

A seis balones aforados de 100 mL se les agregó: 1) Alrededor de 40 mL de agua, 2) 0-1-2-5-10-20 mL de la solución estándar de 1000 mg/L de P 3) 3 mL de HCl y aforar a 100 mL, debido a que la muestra fue calcinada y aforada a 50 mL.

ii.

Esta serie de estándares contenía 0-10-20-50-100-200 mg/L de P (Sadzawka, 2007, p.91-92).

38

c) Procedimiento

i.

Se tomó una alícuota de 1 mL de la serie de estándares de P y de los filtrados de la muestra y del blanco en tubos de ensayo.

ii.

Se agregaron 4 mL de solución de nitro-vanado-molibdato y se mezcló bien.

iii.

Se dejó reposar por 1 h.

iv.

Se leyó la absorbancia a 466 nm. (AOAC, 1995, Chapter 3, p. 20).

Nota: Puede usarse una longitud de onda entre 400 nm y 490 nm. d) Cálculos: (%) =

( /

( − ) ∗ ∗ 100 ∗ 1000 ∗ 1000

)=

( − )∗ ∗ 1000

Donde:

a = mg/L de P en el filtrado de la muestra b = mg/L promedio de P en los filtrados de los blancos V = volumen final en mL de filtrado m = masa en g de muestra

39

8. Nitrógeno en plantas (Método Kjeldahl) a)

Digestión

i.

Se pesaron exactamente 0.5 g de material vegetal en un matraz de Kjeldahl cuidando que la muestra no se pegara a las paredes o al cuello del matraz.

ii.

Se agregó 1 tableta catalizadora.

iii.

Se añadieron 5 mL de H2SO4,

iv.

Se sometió a digestión la muestra en el aparato Kjeldahl a 400oC bajo una campana de extracción, con el matraz ligeramente inclinado usando baja temperatura al inicio y aumentando el calor a medida que procedía la digestión. La digestión terminó cuando el color de la muestra fue azul-verde claro. El proceso tomó aproximadamente 45 min.

v.

Se trabajó un blanco de muestra agregando los mismos reactivos.

b) Se enfrió el matraz durante unos 20 min.

c)

Destilación

i.

Se encendió la unidad destiladora.

40

ii.

Si es posible ajustar la velocidad de destilación a aproximadamente 5 mL por min.

iii.

Se abrió la llave del agua para tener agua circulando por el refrigerante todo el tiempo.

iv.

Se colocó el tubo de digestión en el destilador.

v.

Se colocó 1 frasco Erlenmeyer con 50 mL de ácido bórico al 10 % y 3 gotas de indicador bajo la salida de destilación.

vi.

Se añadieron aproximadamente 10 mL de la solución de NaOH a la cámara de ebullición LENTAMENTE. La mezcla digerida se tornó oscura (azul-gris o café oscuro).

vii.

Se colectaron aproximadamente 20 mL del destilado (5 min). El destilado estuvo listo para ser titulado cuando se tornó verde en el matraz receptor.

viii.

Se retiró el matraz Erlenmeyer y se limpió la unidad destiladora

d) Titulación

i.

Se tituló la muestra con HCl 0.02 N. Un color violeta indicó el punto final de la titulación. Se comparó este color con el del blanco. Cada equivalente del HCl usado corresponde a un equivalente de NH3 o a un equivalente de N en la muestra original. El peso del N en mg está dado por miliequivalentes del ácido multiplicado por 14 (el peso equivalente del N).

41

e) Recuperación del amoníaco

i.

Una posible fuente de variación en este método es la pérdida del gas amoníaco o una falla en atrapar el amoníaco en el ácido bórico. Esto puede ocurrir en diferentes pasos del proceso. Una técnica para buscar la recuperación del amoníaco consiste en destilar cantidades conocidas de amoníaco líquido y titularlo con HCl. Se obtendrá otra vez el color púrpura en el ácido bórico.

ii.

Mientras se digieren las muestras, se puede destilar una disolución de sulfato de amonio. Añadir 5, 10 ó 15 mL (mediante una pipeta) de disolución de sulfato de amonio a la cámara de ebullición de la unidad destiladora. Enjuagar después con agua destilada y, si es posible, desionizada. Colocar inmediatamente la punta de la unidad destiladora en 10 mL de ácido bórico + indicador. Colectar aproximadamente 20 mL de destilado.

iii.

Titular la muestra con el HCl estandarizado, anotar el volumen de HCl empleado y calcular el porcentaje de nitrógeno (Nielsen, 1994, p. 209-212.), (AOAC, 1995, Chapter 2, p. 13-14), (Yeshajahu, 1987, p. 753-758), (Rangana, 1977, p. 45-48)

f) Cálculos

Moles de HCl = Moles de NH3 = Moles de N en la muestra

%

=

∗

∗

14.01

∗ 100

42

Donde: NHCl = Normalidad del HCl en moles/1000 mL. Vcorregido = Volumen corregido (mL del ácido estandarizado para la muestra) - (mL de ácido estandarizado para el blanco). 14.01 g/mol = Peso atómico del nitrógeno.

43

VII.

RESULTADOS

A. Nutrientes:

Tabla 4. Resultados en porcentaje de macronutrientes de tallo/hoja y raíz del Jacinto de agua (E. crassipes) de la desembocadura Río Villalobos del Lago de Amatitlán MUESTRA

Tallo/hoja (TH)

DRV01TH DRV02TH DRV03TH DRV04TH DRV05TH DRV06TH

1.56 1.70 1.92 1.60 2.02 1.75

0.25 0.24 0.29 0.25 0.32 0.41

0.57 0.54 0.66 0.58 0.72 0.93

4.45 4.60 5.00 4.21 4.49 4.68

5.36 5.54 6.02 5.07 5.41 5.64

1.30 1.19 0.86 1.28 1.40 2.31

0.33 0.32 0.32 0.33 0.36 0.31

0.10 0.15 0.19 0.23 0.13 0.28

0.29 0.44 0.56 0.70 0.39 0.83

Raíz (RZ)

Desembocadura Río Villalobos (DRV)

N

MACRONUTRIENTES (%) PRIMARIOS SECUNDARIOS * ** K2O P P2O5 K Ca Mg S*** SO42-

DRV01RZ DRV02RZ DRV03RZ DRV04RZ DRV05RZ DRV06RZ

1.69 1.86 1.67 2.13 1.87 1.77

0.28 0.28 0.27 0.33 0.30 0.28

0.63 0.65 0.62 0.76 0.68 0.63

2.75 2.38 2.88 2.52 2.71 3.25

3.31 2.87 3.46 3.04 3.26 3.92

1.04 0.80 1.11 0.91 0.91 0.96

0.58 0.44 0.53 0.42 0.44 0.52

0.56 0.53 0.63 0.44 0.52 0.77

1.67 1.60 1.90 1.31 1.56 2.31

Fuente: Datos obtenidos experimentalmente. *

El P es expresado comúnmente en fertilizantes como P2O5.

**

El K es expresado comúnmente en fertilizantes como K2O.

***

El SO42- es expresado comúnmente en fertilizantes como S.

Ver tabla 1. Límites de detección de métodos utilizados. Del anexo 2.

44

Tabla 5. Resultados en porcentaje de micronutrientes de tallo/hoja y raíz del Jacinto de agua (E. crassipes) de la desembocadura Río Villalobos del Lago de Amatitlán MICRONUTRIENTES (%) Fe Zn Cu Mn

MUESTRA

Raíz (RZ)

Desembocadura Río Villalobos (DRV)

Tallo/hoja (TH)

DRV01TH DRV02TH DRV03TH DRV04TH DRV05TH DRV06TH DRV01RZ DRV02RZ DRV03RZ DRV04RZ DRV05RZ DRV06RZ

0.02 0.03