James Cock, Patricia Moreno Cadena, Mayra Alejandra Toro, y Johanna Arango

Contenido 1.

INTRODUCCIÓN ................................................................................................................... 1

2.

OBJETIVO .............................................................................................................................. 1

3.

MATERIALES ........................................................................................................................ 1

4.

MEDICIONES EN CAMPO ................................................................................................... 2 4.1 Tamaño de la muestra: ..................................................................................................................... 2 4.2 Frecuencia de las mediciones: ........................................................................................................ 2 Primer muestreo:...................................................................................................................... 2 Monitoreos semanales: ............................................................................................................ 2 Monitoreos quincenales: .......................................................................................................... 2 Monitoreos mensuales: ............................................................................................................ 2 4.3 Procedimiento ................................................................................................................................... 2 Registro de germinación .......................................................................................................... 2 Primer muestreo:...................................................................................................................... 3 A. Selección de brotes a monitorear: ......................................................................................... 3 B. Tiquetes: .................................................................................................................................... 3 Monitoreos semanales ............................................................................................................. 5 A. Recolección de tiquetes: ........................................................................................................ 5 B. Tasa de formación de hojas: ................................................................................................... 5 C. Altura de la planta: ................................................................................................................... 5 Monitoreos quincenales ........................................................................................................... 6 A. Conteo de nudos:..................................................................................................................... 6 B. Determinación de la longitud y diámetro de entrenudos: ................................................... 7 C. Identificación de la primera hoja completamente expandida:.......................................... 8 D. Determinación del área foliar: ............................................................................................... 9 Monitoreos mensuales ..................................................................................................................... 10 A. Número total de ápices:........................................................................................................ 10

ANEXO 1: TABLA PARA TOMA DE DATOS EN CAMPO ................................................... 11 ANEXO 2: ELABORACIÓN Y USO DE LA PLANTILLA PARA MEDIR ÁREA FOLIAR . 12 ANEXO 3: PROCESAMIENTO DE IMÁGENES A TRAVÉS DEL SOFTWARE IMAGE J . 17

Lista de figuras Figura 1. Registro de germinación a los 14 días después de siembra (DDS). ............................... 3 Figura 2. Plantas con uno (izq.) y dos (der.) brotes que crecieron de la estaca originalmente sembrada ......................................................................................................................................... 3 Figura 3. Ejemplo de un tiquete con el que se identifica la primera hoja visible con la fecha (dd/mm/yyyy), variedad, número de planta (3) y repetición (1)..................................................... 4 Figura 4. Codificación de colores. Tiquetes con un color diferente para cada fecha de monitoreo ......................................................................................................................................................... 4 Figura 5. Tiquete nuevo en la hoja visible más joven con peciolo separado del tallo ................... 4 Figura 6. Planta con tiquetes grandes en contacto con el suelo (izq.) y plantas con tiquetes pequeños (der.) ................................................................................................................................ 5 Figura 7. Recolección de tiquetes caídos al suelo.......................................................................... 5 Figura 8. Medición de la altura de ramificación ............................................................................ 6 Figura 9. Ápice muerto .................................................................................................................. 6 Figura 10. Identificación de los niveles de ramificación ............................................................... 7 Figura 11. Identificación de secciones de acuerdo a la longitud de entrenudos. Rama con dos secciones diferentes identificadas (Izq.) y rama con solo una sección identificada (Der.) ............ 7 Figura 12. Determinación del cambio en la rama de verde a lignificado ...................................... 8 Figura 13. Medición del diámetro del tallo .................................................................................... 8 Figura 14. Ángulo entre el peciolo de la hoja completamente expandida y el tallo ...................... 9 Figura 15. Diferencia de tamaño entre una hoja no expandida y una completamente expandida . 9 Figura 16. Determinación del área foliar: Identificación de la hoja completamente expandida e introducción entre el aparato de área foliar................................................................................... 10 Figura 17. Posición de la cámara para tomar la fotografía .......................................................... 10

Anexo 2 Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura

18. Materiales utilizados en la elaboración de la plantilla para medir área foliar ............ 12 19. Lado brillante (izq.) y lado opaco (der.) de las láminas de poliestireno y acrílico .... 12 20. Ubicación bisagras y marcación de láminas ............................................................... 13 21. Apertura de huecos con el taladro en las láminas....................................................... 13 22. Ubicación de los tornillos en una bisagra y lámina .................................................... 14 23. Aseguramiento de las bisagras en la lámina de acrílico ............................................. 14 24. Unión de la lámina de acrílico con la de poliestireno ................................................ 15 25. Marcación de la escala................................................................................................ 15 26. Definición de cuadrícula............................................................................................. 16 27 . Plantilla para medir área foliar .................................................................................. 16

Anexo 3 Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura Figura

28. Instalación ImageJ ...................................................................................................... 18 29. Ventana de trabajo en ImageJ..................................................................................... 18 30. Menú para abrir la imagen y ventana emergente........................................................ 19 31. Ícono Straight del menú principal de ImageJ ............................................................. 19 32. Definición de la escala acorde con la imagen ............................................................ 20 33. Conversión de la imagen a 8 bits ................................................................................ 20 34. Conversión de la imagen a binarios............................................................................ 21 35. Selección de la variable a medir, área ........................................................................ 21 36. Menú Analyze particles .............................................................................................. 22 37. Visualización de resultados imágenes sin sombras o reflejos .................................... 22 38. Menú de Threshold ..................................................................................................... 23 39. Menú para definir las propiedades de matiz, saturación y brillo ............................... 23 40. Menú Analyze particles .............................................................................................. 24 41. Visualización de resultados imágenes con sombras o reflejos ................................... 24

1. INTRODUCCIÓN Esta metodología no destructiva proporciona un medio de seguimiento del desarrollo del cultivo de la yuca bajo una gama de ambientes biofísicos, sin la necesidad de sembrar ensayos específicamente para este propósito. Las parcelas establecidas o lotes comerciales se pueden monitorizar de forma no destructiva: por lo tanto cualquier parcela puede ser monitoreada. La metodología recopila la información sobre el desarrollo del cultivo de la yuca pudiendo utilizar estos datos en la comprensión del desarrollo del cultivo, y también para generar, validar y mejorar la robustez de modelos de simulación de yuca. Esta es la primera aproximación de la metodología; alentamos a los usuarios a expresar cualquier inquietud y también sugerir formas de mejorar el sistema de monitoreo no destructivo.

2. OBJETIVO Mejorar la comprensión de la evolución fisiológica de la yuca mediante el registro detallado del crecimiento de las plantas durante todas las etapas de su desarrollo bajo una serie de condiciones. La información generada y su comprensión puede ser utilizada para mejorar los modelos de simulación del crecimiento de la yuca.

3. MATERIALES a) b) c) d) e) f) g) h) i)

Pie de rey Metro y/o regla Plantillas para el registro de la información (ANEXO 1) Tiquetes o marbetes con una cuerda para el marcado de las hojas Lápiz Marcador permanente Instrumento para medir área foliar en campo (ANEXO 2) Cámara fotográfica Computadora A

B

H

D

E

F

I

1

4. MEDICIONES EN CAMPO 4.1 Tamaño de la muestra: En cada parcela deben ser monitoreadas cinco plantas representativas de cada tratamiento o variedad. Todas las plantas monitoreadas deben estar rodeadas por al menos una planta fronteriza. 4.2 Frecuencia de las mediciones: Después del primer muestreo, las parcelas deben ser monitoreadas a intervalos fijos. Cuando el monitoreo es muy frecuente debe tener cuidado de no compactar el suelo, especialmente durante la temporada de lluvias. La frecuencia de muestreo puede ser variada con algunos monitoreos semanales, quincenales o hasta en intervalos mensuales y con determinadas variables a medir en cada uno de estos: 







Primer muestreo: Para este monitoreo debe estar previamente definida la fecha de germinación y debe seleccionarse el brote a seguir durante el desarrollo de la planta; adicionalmente debe identificar la hoja más joven con peciolo separado del tallo para identificarla con un tiquete e iniciar la evaluación de la tasa de formación de hojas. Monitoreos semanales: Las variables que debe medir cada semana son la tasa de formación de hojas, la longevidad de las hojas por medio de la recolección de tiquetes y la altura de la planta. Estas variables se miden con esta frecuencia porque son las más dinámicas y las que más cambian con el desarrollo de la planta, de manera que se encuentra diferencias significativas entre una semana y la otra; además que no requieren tanto tiempo en campo para ser determinadas. Monitoreos quincenales: Las variables que debe medir cada dos semanas son el número de nudos, la longitud y diámetro de entrenudos, la identificación de la primera hoja completamente expandida y el área foliar de esta. Estas variables requieren más tiempo en campo para ser determinadas. Monitoreos mensuales: La variable que se recomienda sea medida mensualmente es el número total de ápices, teniendo en cuenta los ápices activos y los ápices muertos.

Si una fecha de muestreo se perdió debido a problemas e imprevistos continúe con la toma de muestras tan pronto como sea posible, los datos se pueden seguir utilizando. En este caso, las variables que se miden semanalmente puede medirlas quincenalmente y estas a su vez de forma mensual. 4.3 Procedimiento Registro de germinación A. Fecha de germinación: Monitoree el cultivo cada 5 días después de la siembra para registrar la fecha en la cual se generan los primeros brotes en la estaca principal (Figura 1). Si es posible, evalúe como mínimo veinte plantas y cuando el 50% estas hayan

2

germinado y tienen nuevos brotes verdes, registre y asigne la fecha de germinación. Registre estos datos en el formato establecido para el primer muestro (ANEXO 1).

Figura 1. Registro de germinación a los 14 días después de siembra (DDS).

Primer muestreo: A. Selección de brotes a monitorear: Cuando el 50% de las plantas hayan germinado y las primeras hojas están totalmente expandidas, con el peciolo claramente visible y separadas del tallo, seleccionar cinco plantas representativas de cada tratamiento o variedad. Cuente el número de brotes en cada una de las plantas seleccionadas y regístrelo (ANEXO 1, columna D). Para cada planta monitoreada, seleccione al azar uno de los brotes (Figura 2). B. Tiquetes: Rotule los tiquetes con la identificación de la parcela, la fecha, el nombre de la variedad y el número de planta (Figura 3). Estos tiquetes pueden ser codificados por color con un color diferente para cada fecha de monitoreo para facilitar la recolección e identificación de tiquetes caídos (Figura 4). En el brote anteriormente seleccionado identifique la hoja visible más joven con peciolo separado del tallo en la cual pueda ser colocado fácilmente el tiquete y póngalo; tenga en cuenta que esta hoja nunca está expandida (Figura 5). Cuente el número de hojas existentes hasta esta hoja.

Figura 2. Plantas con uno (izq.) y dos (der.) brotes que crecieron de la estaca originalmente sembrada

3

Figura 3. Ejemplo de un tiquete con el que se identifica la primera hoja visible con la fecha (dd/mm/yyyy), variedad, número de planta (3) y repetición (1)

Figura 4. Codificación de colores. Tiquetes con un color diferente para cada fecha de monitoreo

Figura 5. Tiquete nuevo en la hoja visible más joven con peciolo separado del tallo

Cuando las plantas son muy pequeñas, es aconsejable utilizar tiquetes pequeños que no dañen la planta y no estén en contacto con el suelo (Figura 6).

4

Figura 6. Planta con tiquetes grandes en contacto con el suelo (izq.) y plantas con tiquetes pequeños (der.)

Monitoreos semanales A. Recolección de tiquetes: Al ingresar a la parcela recoja las hojas o los tiquetes que hayan caído al suelo (Figura 7). Registre la fecha en la que fue colocado en la planta (ANEXO 1, columna E). Si no se puede verificar la información debido a que el tiquete esta ilegible y en mal estado, puede determinar la fecha faltante teniendo en cuenta las fechas en las que se han monitoreado las plantas y verificando en los tiquetes que aún se encuentran en el brote la fecha que falta. Como se mencionó anteriormente, la codificación por colores de los tiquetes también ayuda a identificar las fechas faltantes.

Figura 7. Recolección de tiquetes caídos al suelo

B. Tasa de formación de hojas: Después del primer muestreo, cuente el número de hojas nuevas partiendo desde la hoja con el tiquete puesto en la última visita hasta la nueva hoja más joven con peciolo separado del tallo. En cada visita realice el mismo proceso registrando el número de hojas nuevas (ANEXO 1, Columna F). C. Altura de la planta: Con un metro mida y registre la altura de la planta (ANEXO 1, Columna J), desde el suelo hasta la última hoja que se encuentre en la parte superior de la planta y mida la altura de la primera ramificación (ANEXO 1, Columna K), tomando la medida también desde el suelo (Figura 8).

5

Figura 8. Medición de la altura de ramificación

Monitoreos quincenales A. Conteo de nudos: Después del primer muestreo debe contar también el número de nudos nuevos partiendo del nudo que sostiene el tiquete puesto en la última visita. Debe contar hacia arriba y verificar si en el proceso encuentra un punto de ramificación o un ápice muerto. Si encuentra un punto de ramificación, identifique en qué nivel de ramificación se encuentra y registre el número de nudos hasta el punto de ramificación (ANEXO 1, Columna O) y el número de ramas que salen del punto de ramificación (ANEXO 1, Columna I) y posteriormente seleccione solo una rama al azar para continuar con el proceso. Si encuentra un ápice muerto (Figura 9), debe regístralo (ANEXO 1, Columna G) y volver al último punto de ramificación para seleccionar otra rama y continuar con el proceso. El conteo se detiene en el punto más alto de la planta donde nuevamente identifique la hoja visible más joven con peciolo separado del tallo en la cual pueda ser colocado fácilmente un tiquete.

Figura 9. Ápice muerto

6

B. Determinación de la longitud y diámetro de entrenudos: Inicialmente debe identificar los niveles de ramificación de la planta de acuerdo con la Figura 10, registrando el número de niveles de ramificación (ANEXO 1, columna H). Estos niveles deben coincidir con los identificados en el conteo de nudos y puntos de ramificación y pueden ser fácilmente vistos siguiendo hacia abajo el tallo desde el último tiquete que se colocó en la planta. En cada nivel de ramificación, divida cada uno de los brotes monitoreados en secciones, con cada sección correspondiente a una distancia distinta entre los nudos, o la longitud de los entrenudos (Figura 11). En general, los primeros entrenudos de cada nivel de ramificación tienen una longitud diferente a los demás y deben ser tratados como una sección separada. Para facilitar la identificación de las secciones, las que se encuentran lignificadas pueden ser marcadas con un marcador permanente. Segundo nivel de ramificación 3 Ramas

Primer nivel de ramificación 2 Ramas

Figura 10. Identificación de los niveles de ramificación

Figura 11. Identificación de secciones de acuerdo a la longitud de entrenudos. Rama con dos secciones diferentes identificadas (Izq.) y rama con solo una sección identificada (Der.)

7

En cada una de las distintas secciones del tallo:  Registre el nivel de ramificación  Registre si la sección está verde o lignificada (Figura 12) (ANEXO 1, Columna M)  Cuente y registre el número de nudos en la sección (ANEXO 1, Columna O)  Mida y registre la longitud de la sección (ANEXO 1, Columna Q)  Mida el diámetro en la parte media de la sección con el pie de rey (Figura 13) (ANEXO 1, Columna P)

Figura 12. Determinación del cambio en la rama de verde a lignificado

Figura 13. Medición del diámetro del tallo

C. Identificación de la primera hoja completamente expandida: Trate de llegar al campo temprano en la mañana con el fin de evitar el exceso de sol y poder identificar con facilidad en el brote monitoreado la primera hoja completamente expandida. A medida que recorre el tallo de la planta desde la parte apical, se dará cuenta que cada hoja sucesiva es más grande que la hoja anterior, hasta llegar a un punto en el que varias hojas son más o menos del mismo tamaño. La primera de estas hojas de tamaño similar de arriba hacia abajo se toma como la primera hoja totalmente expandida.

8

Esta hoja debe estar completa, no debe presentar ningún tipo de daño en la lámina y puede ser fácilmente identificada teniendo en cuenta factores tales como el ángulo entre el pecíolo y el tallo y entre la lámina de la hoja y el peciolo (Figura 14), el color entre el peciolo y la lámina de la hoja y el tamaño (Figura 15). Por lo general, cerca del punto de ramificación hay una o dos hojas pequeñas, pero totalmente expandidas: no utilice estas hojas para la medición de área foliar.

Figura 14. Ángulo entre el peciolo de la hoja completamente expandida y el tallo

Figura 15. Diferencia de tamaño entre una hoja no expandida y una completamente expandida

D.

Determinación del área foliar: Una vez identificada la hoja completamente expandida, determine el área de la hoja usando el medidor de área foliar que se describe en el ANEXO 2. Inserte la hoja completamente expandida, todavía unida a la planta, entre las dos láminas del medidor. Debe tener cuidado de no doblar o entorchar la hoja (Figura 16). 9

Figura 16. Determinación del área foliar: Identificación de la hoja completamente expandida e introducción entre el aparato de área foliar

Una vez que la hoja está entre las láminas, tome una fotografía de la hoja con la cámara en posición vertical por encima del medidor (Figura 17). Debe colocar una etiqueta en el medidor para identificar la fotografía después. Hemos encontrado que una persona, con la práctica, puede colocar la hoja en el medidor y tomar la fotografía; sin embargo esto requiere práctica. Por lo tanto, le recomendamos la práctica de este procedimiento antes del monitoreo y de ser posible tener un ayudante en el campo.

Figura 17. Posición de la cámara para tomar la fotografía

Las instrucciones para determinar el área foliar después de tener la fotografía se encuentran en el ANEXO 3.

Monitoreos mensuales A. Número total de ápices: Finalmente cuente el número total de ápices vivos y muertos en cada planta y regístrelo.

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ANEXO 1: TABLA PARA TOMA DE DATOS EN CAMPO

HMC1 1

Longevidad de hojas

F

G

Tasa de formación de hojas

H

I

K

Altura ramificación (cm)

1

2

57

36

3

46

--

Fecha del tiquete caído

No. hojas nuevas

No. ápices muertos

1

3

23/04/2014

5

0

2

16/04/2014

6

0

0

2

J

Altura planta (cm)

No. brotes por estaca sembrada

HMC1 1

E

ID planta

ID planta

D

No. ramas por punto de ramificación

C

FECHA GERMINACIÓN

19/05/2014

No. niveles de ramificación

B

Bloque

Variedad

A

FECHA MUESTREO

CIAT

LOCALIDAD

L

Alturas

M

31/03/2014 N

O

P

Q

Longitud y diámetro de entrenudos

No. rama

Parte de la rama

Sección de la rama

1 1 1 1 1,1 1,1 1 1 1

Lignificada Lignificada Verde Verde Verde Verde Lignificada Lignificada Verde

1 2 3 4 1 2 1 2 3

No. de nudos

Diámetro tallo (cm)

3 5 13 7 1 2 7 12 8

5,0 7,8 14,0 20,2 5,5 2,5 10,0 12,4 12,5

Longitud del tallo (cm)

11,92 12,57 13,39 10,42 4,17 3,49 9,68 10,15 9,62

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ANEXO 2: ELABORACIÓN Y USO DE LA PLANTILLA PARA MEDIR ÁREA FOLIAR Este es solo un ejemplo de la forma en que la se puede hacer una plantilla para la determinación del área foliar en campo, pero tanto los materiales como el procedimiento, puede variar de acuerdo a la disposición de materiales y tiempo que tenga.

A. MATERIALES (Figura 18)       

1 Regla 1 Lámina de acrílico antirreflejo color cristal de 2mm de espesor en medidas de 35 x 35 cms 1 Lámina de poliestireno color negro o rojo de 2mm de espesor en medidas de 35 x 35 cms 2 Bisagras 1 Taladro 1 Marcador de punta delgada 1 Lápiz

Figura 18. Materiales utilizados en la elaboración de la plantilla para medir área foliar

B. PROCEDIMIENTO  Asegúrese que está utilizando las láminas por el lado correcto. Tanto la lámina de acrílico como la de poliestireno tienen un lado brillante y un lado opaco (Figura 19), de manera que debe ubicarse el lado brillante mirando hacia abajo y el lado opaco mirando hacia arriba, con el fin de evitar que se genere reflejo en el momento de tomar la fotografía

Figura 19. Lado brillante (izq.) y lado opaco (der.) de las láminas de poliestireno y acrílico

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 Las dos láminas deben quedar unidas por medio de dos bisagras. Ubique un lado de las bisagras en la lámina de acrílico en la posición que desee que queden finalmente y con un marcador pinte los puntos por los cuales deben pasar los tornillos de esta (Figura 20).

Figura 20. Ubicación bisagras y marcación de láminas

 Posteriormente, con el taladro abra los huecos por los cuales pasan los tornillos en los dos lados de la lámina. Asegúrese de tener todas las herramientas y la seguridad necesaria para utilizar el taladro (Figura 21).

Figura 21. Apertura de huecos con el taladro en las láminas

 Ubique la bisagra sobre los huecos hechos anteriormente e inserte los tornillos que vienen con la bisagra, asegurándolos con las tuercas de cada uno (Figura 22). 13

Figura 22. Ubicación de los tornillos en una bisagra y lámina

 El resultado final sobre la lámina de acrílico es un lado de las bisagras instalado y asegurado con los tornillos y tuercas (Figura 23).

Figura 23. Aseguramiento de las bisagras en la lámina de acrílico

 Posteriormente, ubique el otro lado de las bisagras en la lámina roja de poliestireno pintando los puntos por los cuales deben pasar los tornillos con el marcador. En seguida, con el taladro abra los huecos y una las dos láminas (Figura 24).

14

Figura 24. Unión de la lámina de acrílico con la de poliestireno

 Por último, debe elaborar la escala real que van a tener las fotografías en cm en la lámina roja de poliestireno. Para esto, inicialmente, con ayuda de una regla debe dibujar una escala de aproximadamente 6 cm en dos esquinas de la lámina con lápiz. Después de tener seguridad de que este bien hecha, puede pasarla a un marcador no borrable. Debe diferenciar un cm de otro (Figura 25).

Figura 25. Marcación de la escala

 En el caso en que no haya disponibilidad de un computador con el software de análisis de imagen, puede generar una grilla en la lámina de acrílico con una distancia conocida entre cada línea, por ejemplo de 2cm de longitud. De esta manera, al colocar la hoja debajo de la

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grilla puede contarse con facilidad el número de cuadros que ocupa la hoja que está siendo medida para tener una idea del área que puede tener esta (Figura 26).

Figura 26. Definición de cuadrícula

 El resultado final de todo el proceso es la unión de las dos láminas con una bisagra en cada esquina, la lámina de poliestireno con una escala y si es necesario, la lámina de acrílico con una grilla. Esta plantilla ofrece facilidades para la toma de las fotografías para la determinación del área foliar debido a que es de un tamaño adecuado para transportar, no genera reflejos en el momento de tomar la fotografía y puede abrirse y cerrarse las veces que sea necesario sin el riesgo de que se dañe (Figura 27).

Figura 27 . Plantilla para medir área foliar

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ANEXO 3: PROCESAMIENTO DE IMÁGENES A TRAVÉS DEL SOFTWARE IMAGE J ImageJ es un programa de procesamiento de imágenes digitales programado en Java, de dominio público y fácil de usar. Puede ejecutarse en línea o en cualquier computadora con Máquina virtual Java y puede descargarse para diferentes sistemas operativos. Muestra, edita, analiza, procesa y guarda imágenes de 8, 16 y 32 bits, además de leer muchos formatos de imagen. Permite al usuario hacer operaciones sencillas y multiproceso sobre las imágenes así como ejecutar el programa con cualquier propósito, estudiar cómo funciona y cambiarlo de acuerdo a su propósito, redistribuir copias y generar mejoras en el programa poniéndolas a disposición del público de modo que toda la comunidad se beneficie. A. INSTALACIÓN Y EJECUCIÓN DE IMAGE J Esta aplicación es de libre acceso y debe descargar y ejecutar el archivo correspondiente a su sistema operativo desde el siguiente link: http://imagej.nih.gov/ij/, seleccionando la opción Download. Cuando se abra el asistente de instalación únicamente debe seleccionar la ubicación de la carpeta donde quedarán los archivos del programa y los íconos adicionales que quiera instalar (Figura 28).

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Figura 28. Instalación ImageJ

Una vez se ha instalado, puede acceder al programa desde el ícono que se instaló en el escritorio o desde el inicio, seleccionando todos los programas y posteriormente Image J. Al abrirlo aparecerá la siguiente ventana (Figura 29) que es la barra de trabajo principal del programa y se compone de varios menús y algunos botones.

Figura 29. Ventana de trabajo en ImageJ

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B. PROCESAMIENTO DE LAS IMÁGENES Para abrir una imagen debe seleccionar el menú File, la opción Open y en el cuadro de diálogo debe elegir la imagen que desea abrir. La imagen debe tener una escala con una distancia conocida de manera que sea más fácil definir la escala de la fotografía, es decir la distancia en pixeles de la distancia de la escala real (Figura 30).

Figura 30. Menú para abrir la imagen y ventana emergente.

Para iniciar con el procesamiento, después de abierta la imagen, con el cursor debe seleccionar en la barra de trabajo el ícono ‘Straight’ que tiene una línea diagonal con una flecha de color rojo y debe marcar la distancia real de la escala que tiene la imagen (Figura 31).

Figura 31. Ícono Straight del menú principal de ImageJ

Posteriormente en el menú Analyze seleccione la opción Set scale de donde se despliega un cuadro que muestra la distancia en pixeles de la línea graficada anteriormente. Así, al conocer la longitud real de esta distancia se define la escala de la fotografía a través de la evaluación de la dimensión de un pixel en cm. En el recuadro Known distance escriba la longitud real de la línea 19

seleccionada y en el recuadro Unit of length escriba las unidades de esta distancia. Marque la opción Global en la parte inferior del cuadro para después, en las demás imágenes, solo modificar la distancia en pixeles que representa una unidad de medida (Figura 32).

Figura 32. Definición de la escala acorde con la imagen

Posteriormente, debe convertir la imagen en color, a escala de grises, seleccionando en el menú Image la opción Type y la opción 8 bits (Figura 33).

Figura 33. Conversión de la imagen a 8 bits

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En seguida, vaya al menú Process, seleccione la opción Binary y finalmente la opción Make binary (Figura 34).

Figura 34. Conversión de la imagen a binarios

Adicionalmente, debe seleccionar las variables que quiere que sean analizadas en la imagen seleccionando en el menú Analyze la opción Set Measurements y comprobando que únicamente la casilla Área que es la variable que queremos calcular, este marcada y finalmente seleccionar Ok (Figura 35).

Figura 35. Selección de la variable a medir, área

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A continuación, seleccione en el menú Analyze la opción Analyze Particles y en el recuadro Size coloque la unidad de medida de la escala de la imagen original. La opción Pixel units no debe estar marcada, la opción Circularity debe estar llena con los números 0 – 1 y la opción Show debe estar mostrando la palabra Nothing y adicionalmente deben estar marcadas las opciones de Display results, Clear results, Include holes y Add to manager (Figura 36).

Figura 36. Menú Analyze particles

Finalmente, en el menú Analyze seleccione la opción Measure para obtener la tabla con el valor del área calculado en cm2 (Figura 37).

Figura 37. Visualización de resultados imágenes sin sombras o reflejos

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C. PROCESAMIENTO DE IMÁGENES CON SOMBRAS O REFLEJOS Al tomar la fotografía de la hoja, dependiendo de la cantidad y ubicación de la luz, es posible que la imagen quede con sombras o reflejos que dificulten el análisis, de manera que si esto sucede, se sigue otra metodología que permita el análisis. En este caso, después de definir la escala acorde a lo mencionado anteriormente, debe seleccionar en el menú Image la opción adjust y enseguida la opción Threshold (Figura 38).

Reflejo

Figura 38. Menú de Threshold

En esta sección se ajustan las propiedades de matiz, saturación y brillo y debe seleccionarse el umbral que se ajuste únicamente a la silueta o contorno de la imagen de la hoja que se quiere analizar (Figura 39).

Figura 39. Menú para definir las propiedades de matiz, saturación y brillo

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Posteriormente seleccione en el menú Analyze la opción Analyze Particles; el recuadro Size debe estar lleno con las letras 0-Infinity, la opción Pixel units no debe estar marcada, la opción Circularity debe estar llena con los números 0 – 1 y la opción Show debe estar mostrando la palabra Outlines. Adicionalmente deben estar marcadas las opciones de Display results, Clear results, Include holes y Add to manager (Figura 40).

Figura 40. Menú Analyze particles

Al observar la imagen, encontraremos una serie de polígonos, siendo el de principal interés, el que tenga la mayor área. Adicionalmente se abrirán varias ventanas de las cuales son de principal interés la ventana Results que muestra el área de los polígonos identificados en la imagen, y la ventana ROI Manager desde donde es posible seleccionar el número del polígono de interés (primeros 4 dígitos) y que este sea mostrado en la imagen. Cuando se selecciona el polígono correcto, la línea que define el contorno de este tomará un color azul diferente a las demás líneas. Finalmente, en la ventana Results, exporte como tabla de Excel los resultados (Figura 41).

Figura 41. Visualización de resultados imágenes con sombras o reflejos

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