METABOLISMO VEGETAL DE LOS GLUCIDOS I

Metabolismo vegetal de los glúcidos I. Conceptos básicos del proceso de fotosíntesis: pigmentos, cloroplastos, etapas. Ciclo de Calvin. Fotorespiración. Otras vías de fijación del CO2. Monosas: biosíntesis. Azúcares ramificados. A. Biosíntesis de los glúcidos en las plantas: FOTOSÍNTESIS 1. Conceptos básicos del proceso de fotosíntesis Se define fotosíntesis como un proceso físico-químico por el cual las plantas, algas y bacterias fotosintéticas utilizan la energía de la luz solar para sintetizar compuestos orgánicos. La fotosíntesis oxigénica conlleva la liberación de oxígeno molecular y la utilización de dióxido de carbono atmosférico para la síntesis de compuestos orgánicos. Sin embargo, algunos tipos de bacterias utilizan la energía de la luz solar para formar compuestos orgánicos pero no producen oxígeno. En este caso se habla de fotosíntesis anoxigénica. Los órganos fotosintetizantes de las plantas absorben el anhídrido carbónico atmosférico y, mediante el proceso de fotosíntesis, lo convierten en D-fructosa-6-fosfato. A partir de este azúcar se forma un amplio rango de monosacáridos y derivados de monosacáridos. Algunos de estos derivados de monosacáridos son los precursores a partir de los cuales se forman oligo y polisacáridos. Probablemente el oligosacárido más importante es la sacarosa, que es la forma en que el CO2 y la energía fijada son transportados en todo el vegetal. Organismos fotosintéticos se encuentran tanto en eucariontes como en procariontes. Así son fotosintetizantes las algas, hepáticas, musgos, equisetíneas, helechos y la mayoría de las plantas superiores (existen excepciones de plantas superiores con una gran especialización parasitaria que produjo la pérdida total de su capacidad fotosintetizante). Los procariontes fotosintetizantes comprenden las algas azul-verdosas, las bacterias verdes y las bacterias purpúreas. El proceso global se puede representar por la ecuación: CO2 + H2O

luz

(CH2O) + O2

que involucra la reducción del CO2 por la adición de electrones. Esto implica que debe haber un sistema biológico de oxidación-reducción (sistema redox) que provee los electrones para tal reducción. Ese sistema redox debe tener un E´ o (potencial de oxidoreducción estandard) < -0,4 V que es el E´o del sistema redox CO2/ (CH2O), lo que permitirá el flujo exergónico de electrones a favor de un gradiente electroquímico y, además, deber ser abundante y muy distribuido en la naturaleza. Un sistema redox muy abundante es 1/2 O 2/ H2O, E´o = 0,82 V, pero los electrones de este sistema tendrían que fluir en contra de un gradiente electroquímico. Para ello se necesita la generación de ATP a partir de ADP y ortofosfato (Δ G o´~ 30 Kj/mol).

2. Cloroplastos

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En las plantas superiores los cloroplastos se encuentran, fundamentalmente, en las células en empalizada y en las células de mesófilo esponjoso de las hojas. También en las células de otros tejidos verdes. Están ausentes de las células de las partes meristemáticas y de las raíces. Estructura de los cloroplastos: Los cloroplastos son organelas celulares de color verde, por contener la totalidad de la clorofila del vegetal y cuya forma es discoidal o lenticular. Vistos al microscopio óptico se observa que en su interior hay formaciones oscuras de aspecto circular, los grana, cuyo diámetro, bastante uniforme, es de unos 0,4-0,5 µm. Observando los cloroplastos al microscopio electrónico se encontró que están rodeados por dos membranas separadas por un espacio hialino. La membrana externa es inespecíficamente permeable a pequeñas moléculas e iones. La membrana interna, en cambio, tiene una permeabilidad muy específica y es el sitio de tres sistemas transportadores: a- El sistema transportador de fosfato inórganico, 3-fosfoglicerato y dihidroxiacetona. b- El sistema transportador de ácidos carboxílicos. c- El sistema de transporte de ATP, que posiblemente sea responsable de la entrada de ATP en la oscuridad. La estructura interna de todos los cloroplastos está caracterizada por un sistema de membranas a las que se las conoce como lamelas cloroplastídicas incluídas en una matriz proteinacea, hidrofílica llamada estroma. La subunidad básica de esta estructura membranosa es un saco aplastado o vesícula rodeada por una membrana simple llamada tilacoide. En algunas zonas hay apilamientos de tilacoides constituyendo las granas. La organización de los tilacoides es diferente en los distintos miembros del reino vegetal tal como se puede apreciar en las fotografías bajo el microscopio electrónico de varios tipos de cloroplastos de plantas superiores. Experimentos realizados con cloroplastos de plantas superiores demostraron que la reacción de captación lumínica y las reacciones de transporte electrónico de la fotosíntesis están localizadas en las laminillas, y que la fijación del CO2 o reacciones biosintéticas transcurre en el estroma. 3. Pigmentos Los pigmentos que toman parte en la fase luminosa de la fotosíntesis en el reino vegetal pueden dividirse en tres grupos bien definidos: las clorofilas, los carotenoides y las ficobilinas. Las tres clases se encuentran en los sistemas pigmentarios fotosintéticos como cromoproteínas, es decir, complejos pigmentos-proteínas. En el caso de las clorofilas y carotenoides la unión en el complejo pigmento-proteína es muy débil pues se trata de uniones no-covalentes. Estas uniones se rompen fácilmente y debido a esta característica los mismos pueden ser extraídos por una simple maceración del tejido vegetal con un solvente orgánico tal como acetona o etanol. Por otra parte la unión entre las ficobilinas y las proteínas es covalente por lo que las ficobilinas son solubles en agua o con soluciones salinas diluídas. La ruptura de la unión ficobilinógeno-proteína requiere condiciones de hidrólisis más vigorosas. La clorofila a es el pigmento fotosintético más abundante y universalmente distribuido en el reino vegetal. Las otras formas de clorofilas, los carotenoides y las ficobilinas son, frecuentemente, llamadas pigmentos accesorios. 2

3.1 Clorofilas: En los tejidos vegetales se pueden distinguir cuatro tipos de clorofilas: -clorofila a se encuentra en todas las plantas y es la más abundante. -clorofila b es la más distribuida pero está ausente en la mayoría de las algas. -clorofila c (c1 y c2) en algas y la clorofila d que ha sido extraída e identificada, in vitro, pero cuya existencia es dudosa in vivo. 3.2 Carotenoides: Son importantes pigmentos fotosintéticos pero también desempeñan otras funciones las cuales se analizarán con más detalles en el capítulo de Terpenos. Se los encuentra tanto en tejido fotosintético como en el que no lo es. En algunas algas la abundancia de los carotenoides les confiere un típico color rojo o marrón. 3.3 Ficobilinas: Las ficobilinas están presentes en tres familias de algas: Rhodophyceae, Cyanophyceae y Crysophyceae. Se las divide en dos grupos principales basándose en el color: las ficoeritrobilinas, rojas, y las ficocianobilinas, azules.

4. Captación de la energía luminosa Las tres clases de pigmentos fotosintéticos absorben luz de diferentes longitudes de onda, las clorofilas absorben en las regiones azul (~ 450nm) y roja (~650-700 nm) del espectro visible mientras que los carotenoides y ficobilinas lo hacen en el rango de 400-500 y 500-650 nm, respectivamente (Fig. 1). Parte de la energía luminosa absorbida por clorofilas y carotenoides se almacena al final del proceso fotosintético como energía química.

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Figura 1: Máximos de absorbancia de los pigmentos que participan en el proceso de captación de energía luminoso (Extraído de Curtis, Biología 7ma edición). La captación de la energía luminosa se lleva a cabo por ordenamientos especiales de los diferentes pigmentos llamados sistemas pigmentarios o fotosistemas. Existen dos complejos fotoquímicos denominados fotosistema I (PSI) y fotosistema II (PSII) en los que tienen lugar las reacciones iniciales de almacenamiento de energía (Fig. 2). Si ambos fotosistemas funcionan en serie se producen dos reacciones fotoquímicas. El PSI absorbe luz del rojo lejano de 700 nm (longitudes de onda superiores a 680 nm), produce un reductor fuerte capaz de reducir NADP+ y un oxidante débil. El PSII absorbe luz del rojo de 680 nm, produce un oxidante muy fuerte capaz de oxidar al agua y un reductor más débil que el producido por el PSI.

Figura 2: Transporte de electrones a través de los fotosistemas P680 y P700 y transportadores de electrones (Extraído de Fotosíntesis: Aspectos básicos, Serie Fisiología Vegetal) Todas las moléculas de pigmento en un fotosistema pueden absorber fotones pero sólo unas pocas de ellas pueden transformar la energía luminosa absorbida en energía química. El pigmento que cumple esta función consiste en varias moléculas de clorofila combinada con una proteína compleja que también tiene unidas quinonas. Este complejo se llama centro de reacción fotoquímica. Los otros pigmentos se llaman moléculas antena o colectoras de la luz. Su función es absorber la energía luminosa y transmitirla, muy rápidamente, al centro de reacción. Sintéticamente el funcionamiento básico de todo este conjunto sería el siguiente: • El PSII oxida el agua y produce O2 liberando protones al lumen tilacoidal (Figura 3) • El complejo cit b6f recibe electrones del PSII y los cede al PSI. También transporta protones al lumen desde el estroma • El PSI reduce el NADP+ a NADPH en el estroma gracias a la acción de una ferredoxina (fd) y una flavoproteína ferredoxina-NADP reductasa (FNR) • La ATP sintasa produce ATP en el estroma a medida que los protones difunden a su través desde el lumen hacia el estroma. A este proceso de síntesis de ATP dependiente de la luz se le llama fotofosforilación y está acoplado, al flujo de electrones, al transporte o flujo no cíclico de e-. Por este motivo también se llama fotofosforilación no cíclica. Decimos esto porque se pueden dar 4

ciertas condiciones en las que el flujo de e- y la síntesis de ATP son independientes. En estas condiciones se habla de flujo de e- desacoplado.

Figura 3: Principales productos finales de las etapas de la fotosíntesis. Breve descripción de la fase de captación lumínica: El agua actúa como donador primario de electrones y el NADP+ es el último aceptor de electrones. El flujo de electrones entre ambos no es directo sino que pasa a través de los transportadores de eque son sistemas redox que se interponen por tanto entre el H 2O y el NADP+. La clorofila excitada del PSII (P680*) transfiere un e- a la feofitina que es una clorofila en la que el átomo de Mg ha sido sustituído por dos átomo de H. A continuación, la feofitina cede e- de forma secuencial a dos plastoquinonas (QA y QB), moléculas de pequeño tamaño que están unidas al centro de reacción (2e- reducen QB a QB2-; después QB2- reducida capta 2 protones del estroma formando plastohidroquinona reducida ó QH2). La QH2 transfiere sus electrones al complejo citocromo b6f (2 cit b y un cit f) que es una proteína de gran tamaño formada por múltiples subunidades con numerosos grupos prostéticos. Este complejo contiene además una proteína ferrosulfurada de Rieske (su descubridor) en la que dos átomos de Fe están unidos por dos átomos de S (FeSR). Cuando QH2 cede sus e- se oxida: transfiere uno de los e- a la FeSR oxidada y después lo transfiere al cit f. A continuación, el cit f transfiere el e- a la plastocianina (PC). El otro e- es transferido al cit b liberándose en el proceso 2 protones al lumen. La PC es una proteína soluble, de pequeño tamaño, contiene cobre, se encuentra en el lumen y transfiere e- entre el cit b6f y el P700. La clorofila excitada del PSI (P700*) cede el e- a un primer aceptor Ao que es una clorofila y el siguiente aceptor A1 es una quinona. A continuación intervienen tres proteínas ferrosulfuradas asociadas a la membrana que se denominan centros ferrosulfurados (FeSX, FeSA y FeSB). Los eson transferidos a la ferredoxina soluble (Fd). Por último, una flavoproteína soluble asociada a la membrana, la ferredoxina-NADP reductasa (FNR), reduce el NADP+ a NADPH. Se completa así el transporte de electrones no cíclico que se inicia con la oxidación del agua y termina en la formación de NADPH (Figura 3). 5

5. Fase biosintética En la fase biosintética de la fotosíntesis el NADPH y el ATP producidos en la fase de captación de la energía de la luz, son usados para transformar el CO2 en carbohidratos (Figura 3). 5.1 Ciclo de Calvin-Benson La fijación de CO2 se lleva a cabo en una forma cíclica en donde ciertos intermediarios son constantemente regenerados (Figura 4). El proceso global se puede dividir en tres etapas: 1- En la primera etapa se produce la fijación de CO2 por condensación con un aceptor de 5 átomos de carbono, la ribulosa 1,5-bisfosfato, para formar dos moléculas de 3-fosfoglicerato,

Figura 4: Representación esquemática del Ciclo de Calvin-Benson 2- En el segundo paso el 3-fosfoglicerato se reduce a gliceraldehído 3-fosfato. Parte del gliceraldehído 3-fosfato se utiliza para la producción de energía vía la glicólisis o para la síntesis de azúcares. 3- En la tercera etapa se regenera la ribulosa 1, 5-bisfosfato que es la sustancia de partida y de esta manera se cierra el ciclo. Primera etapa del ciclo La enzima que cataliza esta reacción es la ribulosa 1, 5-bisfosfato carboxilasa/oxigenasa (RUBISCO). Como carboxilasa, la RUBISCO cataliza la unión covalente del CO 2 a ribulosa 1, 5bisfosfato produciendo un intermediario inestable de 6 átomos de C que da lugar a dos moléculas de 3-fosfoglicerato. 6

CO2 + H2O

H2CO3

H+ + HCO-

La enzima RUBISCO (requiere Mg2+) presenta un tipo de regulación por modificación química (ver capítulo III, Figura 14). RUBISCO: Actividad oxigenasa: fotorespiración. La RUBISCO tiene, además actividad de oxigenasa pudiendo catalizar la ruptura de la ribulosa 1, 5bisfosfato en presencia de O2 para producir 3-fosfoglicerato y fosfoglicolato. Esto significa que la enzima tiene dos sustratos, el CO2 y O2, que compiten por el centro activo de la enzima de manera que la proporción relativa de las reacciones de carboxilación y oxigenación dependerá de la especificidad de la enzima por el sustrato y de la concentración de sustrato. La actividad oxigenasa de la RUBISCO combinada con una serie de reacciones que transcurren en el peroxisoma y en mitocondrias en el cual consume O2 y produce CO2 es un proceso llamado fotorespiración. Este proceso disminuye enormemente la eficiencia de la fijación de C en las plantas ya que como la fotosíntesis y la fotorrespiración actúan en sentidos opuestos, la fotorrespiración provoca pérdida de CO2 en células que simultáneamente están fijando CO 2 por el ciclo de Calvin. El 2-fosfoglicolato formado en el cloroplasto es rápidamente hidrolizado a glicolato por una fosfatasa específica del cloroplasto. El glicolato es transportado al peroxisoma (por un transportador proteico específico de la membrana) donde es oxidado a glioxilato y peróxido de hidrógeno. Este glioxilato experimenta una transaminación convirtiéndose en glicina. La glicina sale del peroxisoma y entra en la mitocondria donde un complejo multienzimático glicina descarboxilasa convierte 2 moléculas de glicina y una de NAD+ en una molécula de serina, NH+, NADH y CO 2. La serina formada en la mitocondria se convierte en glicerato en el peroxisoma en el que una lanzadera malato-oxalacetato transfiere NADH para esta reacción del citoplasma al peroxisoma. El glicerato vuelve al cloroplasto donde es fosforilado para formar 3-fosfoglicerato.

Segunda etapa del ciclo El 3-fosfoglicerato es fosforilado para dar 1, 3-difosfoglicerato siendo el agente fosforilante el ATP (producido en la fase de captación de energía lumínica), reacción catalizada por la fosfoglicerato quinasa. El 1,3- difosfoglicerato es reducido a 3- fosfogliceraldehido por acción de la gliceraldehido 3-fosfato deshidrogenasa que utiliza NADPH como cofactor (donante de electrones). En el ciclo de Calvin el 3-fosfogliceraldehido es utilizado de cuatro formas diferentes: 1- Isomerización a dihidroxiacetona fosfato por acción de una triosa fosfato isomerasa. 2- Condensación con dihidroaxiacetona fosfato en reacción catalizada por fructosa difosfato aldolasa. La fructosa 1,6-difosfato formada luego es desfosforilada por la fructosa bisfosfatasa para dar fructosa 6-fosfato. 3- Reacciona con una cantidad equivalente de fructosa-6-fosfato para producir D-xilulosa 5fosfato y D-eritrosa 4-fosfato. 4- La xilulosa 5-fosfato sufre una epimerización en el carbono 3 bajo la acción catalítica de la ribulosa 3-epimerasa para formar D-ribulosa 5-fosfato (nuevamente una reacción que ocurre en el ciclo oxidativo de las pentosas fosfato). La ribosa 5-fosfato también se isomeriza a 7

ribulosa 5-fosfato que luego se transforma en ribulosa 1, 5-difosfato por acción de una quinasa. De esta manera se cierra el ciclo en que la ribulosa 1, 5-difosfato fue carboxilada, luego sometida a una serie de reacciones y regenerada. En el proceso cíclico 6 moléculas de CO2 se convierten en 1 molécula de fructosa-6-fosfato a expensas de 12 moléculas de NADPH y 18 moléculas de ATP. La reacción general es: 6 CO2 + 12 NADPH + 12 H+ + 18 ATP + 11 H2O

F-6-P + 12 NADP+ + 18 ADP + 17 Pi

Efecto de la luz Se demostró que la luz activa varias de las enzimas del ciclo de Calvin, tales como: ribulosa bifosfato carboxilasa, gliceraldehído, 3-fosfato deshidrogenasa, fructosa bisfosfatasa, sedoheptulosa bisfosfatasa, fosforibuloquinasa, entre otras. Así es como la presencia o ausencia de la luz provoca cambios en el estroma del cloroplasto (donde se ubican las enzimas del ciclo de Calvin) lo que produce la activación o desactivación de las enzimas. Enzima inactiva

Iluminación

Oscuridad

-Cambio de pH, 7--8

-Cambio de pH, 8--7

-Aumento en [Mg2+]

-Disminución [Mg2+]

-Formación de efectores de enzimas alostéricas

-Formación de glutatión oxidado

-Reducción tiorredoxina

de Enzima activa

-Reducción de dehidroascorbato

Hasta aquí se ha considerado como se fija el CO2 atmosférico en ribulosa-1,5bifosfato formándose 3-fosfoglicerato, y cómo éste se reduce hasta triosas P utilizando el ATP y el reductor NADPH procedentes del transporte fotosintético de electrones (Ciclo de Calvin). Puede decirse que el ciclo de Calvin es universal en el sentido de producirse en casi todos los organismos fotosintéticos (salvo excepciones en bacterias fotosintéticas). Por otra parte también hemos considerado la actividad oxigenasa de la RUBISCO y el proceso de fotorrespiración a que da lugar en determinadas condiciones. Sin embargo, existen plantas que no fotorrespiran o que lo hacen de forma muy limitada. Son plantas que contienen enzimas RUBISCO normales pero no realizan fotorrespiración porque desarrollan un mecanismo que concentra CO2 en el entorno de la rubisco de manera que se suprime la actividad oxigenasa. Consideraremos dos mecanismos de concentración 8

de CO2 en plantas vasculares en las que antes de la incorporación y reducción de CO 2 en el ciclo de Calvin, el CO2 atmosférico se incorpora transitoriamente en otro compuesto. Esta fijación previa de CO2 actúa como un mecanismo de captación complementario del ciclo de Calvin, y representa una adaptación evolutiva asociada a determinadas condiciones ambientales. Los dos mecanismos mencionados son: mecanismo C4, o plantas C4 (plantas de climas cálidos) y mecanismo CAM, o plantas CAM (típicas de ambientes desérticos), que exhiben un ciclo diario de acumulación y metabolización de ácidos orgánicos. Este último fue descrito inicialmente en plantas crasuláceas (Crassulaceae) de donde toma el nombre de metabolismo ácido de crasuláceas. Las plantas que no presentan estos mecanismos y presentan sólo el ciclo de Calvin se denominan plantas C3.

Para entender dicho mecanismo asimilatorio evaluamos la morfología y fisiología de las hojas de estos tipos de plantas (Figura 5).  Plantas C4 En las hojas de plantas C4 hay dos clases de células con cloroplastos, las células del mesófilo y las células de la vaina del haz que se ordenan de forma distinta a las del mesófilo. Además las del mesófilo están próximas a la de la vaina y hay una extensa red de plasmodesmos que las conecta facilitando todo ello la cooperación fisiológica y el flujo de metabolitos, entre ambos tipos de células. El carácter distintivo de las plantas C4 es la fijación inicial de CO2 en un ácido dicarboxílico de 4 átomos de C, el ácido oxalacético, en el citosol de la célula del mesófilo, en una reacción de carboxilación del fosfoenolpirúvico catalizada por la enzima fosfoenolpirúvico carboxilasa. Este es el inicio de las cuatro etapas que completan el ciclo C4 en las células del mesófilo y del haz de la vaina, los cuales se los puede resumir: 1) fijación de C en un ácido de 4C en el mesófilo; 2) Transporte de ácidos 4C desde el mesófilo a las células de la vaina; 3) descarboxilación de los ácidos 4C generándose una alta concentración de CO2 en células de la vaina (lo que inhibe la fotorespiración). Este CO2 es fijado por la rubisco dirigiéndose al ciclo de Calvin; 4) Transporte del ácido de 3C resultante a la célula del mesófilo donde se regenera el aceptor inicial, fosfoenolpiruvato (Figura 4). Dentro este tipo de plantas hay subgrupos de plantas que presentan diferencias en las enzimas descarboxilantes del malato: unas presentan enzimas málico dependientes de NADP, NAD, o enzimas fosfoenolpiruvico carboxiquinasa.  Plantas CAM Las plantas CAM presentan un proceso diario durante la noche de acumulación de ácidos orgánicos (ácido málico fundamentalmente), que después degradan durante el día (Figura 5). Son plantas adaptadas a condiciones de aridez extrema de manera que abren los estomas durante la noche, para minimizar la pérdida de agua por transpiración, fijando CO 2 en oscuridad (por la noche) por una reacción de carboxilación de PEP (fosfoenolpirúvico) catalizada por PEP carboxilasa en el citosol. El resultado es la formación de oxalacetato y malato que se almacena en la vacuola resultando de ello una acidificación nocturna de la hoja. El malato almacenado en la vacuola se libera durante el día, se transporta al cloroplasto, cuando los estomas están cerrados. En el cloroplasto el malato es 9

descarboxilado por la enzima málico NADP dependiente y el CO 2 liberado se fija en el ciclo de Calvin. El ácido pirúvico es convertido de nuevo en azúcares y finalmente en almidón.

Plantas C4

Plantas CAM

Figura 5: Principales mecanismos de captación del CO2 en plantas C4 y plantas CAM .

TRANSPORTE AL CLOROPLASTO DEL C FIJADO El C fijado en forma de triosas-fosfato en el ciclo de Calvin, es decir, el C fijado fotosintéticamente, es exportado desde el cloroplasto al citoplasma y, de éste, al resto de la planta. Pero en la mayor parte de las plantas este transporte se realiza en forma de sacarosa la cual no se sintetiza en el cloroplasto ya que en éste no existen las enzimas necesarias para su síntesis y, además, la membrana interna cloroplástica es impermeable a este azúcar. La sacarosa, forma principal de transporte de carbohidratos en el floema a toda la planta, se sintetiza en el citosol a partir de las triosas-fosfato. La síntesis de almidón y sacarosa se producen en el cloroplasto y el citosol respectivamente (se analizará con más detalle en el Capítulo V). La salida de triosas-fosfato del cloroplasto al citosol está mediada por un transportador de Pi que mediante un mecanismo de contratransporte que intercambia moléculas de triosas-fosfato y Pi con una estequiometría 1:1. La salida de triosas-P al citosol está estrictamente acoplada a la incorporación de ortofosfato (Pi) al cloroplasto. De esta forma se permite la captación continuada de E luminosa y la 10

síntesis de ATP que precisa Pi. Si esto no fuese así, la formación y posterior exportación de triosas-P al citosol agotaría el Pi del cloroplasto, deteniéndose la fotosíntesis. Cuando la concentración de Pi en el citosol es alta, las triosas-P del cloroplasto se exportan al citosol para la síntesis de sacarosa. Cuando la concentración citosólica de Pi es baja, las triosas-P son retenidas en el cloroplasto y se sintetiza almidón (Figura 6).

Figura 6: Síntesis de sacarosa y almidón en el citosol y cloroplasto mediada por triosas fosfato (Extraído de Fotosíntesis: Aspectos básicos, Serie Fisiología Vegetal).

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B. MONOSAS En los tejidos vegetales, numerosas monosas son sintetizadas en el ciclo de fijación del carbono (visto anteriormente) como también en el ciclo de las pentosas fosfato y durante la glicólisis. En estas vías metabólicas las monosas no aparecen libres como tal, sino bajo la forma de azúcares fosfatos (por ejemplo, glucosa 6-fosfato, fructosa 1-6 bifosfato). Sin embargo, hay una interconversión entre estos azúcares fosfatos y las correspondientes monosas libres catalizadas en el sentido hidrolítico por fosfatasas y en el sentido de éster fosfato por quinasas, siendo el ATP el grupo dador de fosfatos. Posteriormente éstos “nucleótidos azúcar” se interconvierten a otros azúcares mediante epimerizaciones, oxidorreducciones, condensaciones aldólicas, transglicosidaciones, contracción de anillo y profosforólisis. 1. Síntesis de Monosas: La primera interconversión de azúcares conocida que se efectúa con intervención de los nucleótidos azúcares fue la catalizada por una epimerasa.

Leloir en el año 1951 (descubrimiento que le valió el premio Nobel) demostró la transformación de UDPGl en UDPGal en extractos de levaduras. El mecanismo de la reacción implica la formación de un intermediario oxidado en el C4 con requerimiento de NAD. La formación del nucleótido fosfato se realiza según el siguiente esquema.

1- UDPG pirofosforilasa 2- pirofosfatasa

Esquema 1. Formación de UDPGlucosa. 12

A partir de UDPGlu también pueden formarse UDXilosa, UDPArabinosa, entre otras (Esquema 2)

Esquema 2: Formación de UDPGal y UDPXil a partir de UDPGlu.

En germen de trigo, la UDP-L-Arabinosa-4-epimerasa no parece requerir cofactores, lo que sería un caso único entre la 4-epimerasas. El ácido glucurónico también puede formarse a partir de la glucosa con inositol como intermediario. Otra interconversión importante es la UDPGlucosa e UDP-L-Ramnosa, por cuanto la misma involucra una reducción-epimerización. En el primer paso se produce la formación del UDP4-ceto 6-deoxiglucosa mediante un óxido-reducción interna que requiere NAD. En el segundo paso se efectúa la reducción del C-4 y al mismo tiempo se invierte los sustituyentes en C-3 y C-5. En síntesis, el resultado final es la epimerización en los carbonos 3, 4 y 5 y reducción en el 6. En los vegetales superiores también son importantes los nucleótidos aminoazúcares. En extractos de habas en germinación se ha encontrado una enzima que cataliza la reacción: UTP + N-acetilglucosamina-1-P   UDP-N-Acetilglucosamina + PPi 2. Síntesis de mioinositol En Phaseolus vulgaris y Sinapsis alba se demostró la formación de mionositol a partir de glucosa6-P, reacción catalizada por la D-Glucosa-6-P cicloaldolasa. La reacción requiere NAD, y es activada por el ión NH4+. Por otra parte resulta inhibida por reactivos para grupos sulfhidrilos, glucosa-6-P, galactosa-6-P y dihidroxiacetona fosfato. El mecanismo de conversión de la glucosa-6-P a mioinositol-1-P sería: 13

1- La oxidación del C5 de la glucosa-6-P. 2- Una condensación aldólica que originaría un intermediario, la 2-D-mioinosa-1-P. 3- La reducción del intermediario a 1-L-mioinositol-1-P. Posteriormente una fosfatasa específica hidroliza el mioinositol-1-P a inositol y Pi. La enzima requiere Mg2+ o Mn2+ como cofactores. Finalmente el inositol es oxidado por la mioinositol oxigenasa a D-Glucuronato. Está demostrado que el D-Glucuronato es un precursor de la D-Xilosa y la L-Arabinosa de los polisacáridos de pared. Estas transformaciones ponen en evidencia la existencia de un camino directo para la formación de pentosas y ácidos urónicos a partir de la glucosa, sirviendo además como formador de conversiones del mioinositol han sido demostradas tanto en plantas enteras como en órganos aislados tales como hojas, flores, frutos, semillas, polen, etc. 3. Síntesis de Ácido fítico La mayor parte del inositol es almacenado como hexafosfato, conocido como ácido fítico (complejado con iones Ca2+, Mg2+ y K+, formando fitatos, Figura 7). Este compuesto es utilizado durante la germinación de semillas y en períodos de stress nutricional de la planta como fuente para la producción de ácido glucurónico. Por otra parte, se aisló de P. aureus una fosfotransferasa que transfiere el fosfato del fitato al GDP produciendo GTP. Acido fítico: la biosíntesis de ácido fítico se hace a partir del inositol-1-P. Así se aisló una quinasa (inositol-quinasa) que fosforila el inositol a inositol-1-P. Luego se aisló una enzima que fosforila al inositol-1-P hasta llegar al inositol hexafosfato (son aceptores desde el inositol-P hasta el inositolpentafosfato). La transferencia del Pi se hace a partir de ATP, el Pi es cedido inicialmente a una proteína intermediaria que luego cede el Pi a los inositoles fosfatos. Se ha descripto la presencia de una proteína inhibidora de la fosfoinositol-quinasa.

Figura 7: Estructura del fitato Posteriormente, la hidrólisis del fitato comienza con una serie de desfosforilaciones catalizadas por fitasas que conducen a la formación de inositol-2-P. Este último por acción de una inositol-2fosfatasa da como producto final inositol libre. Todas estas enzimas han sido aisladas de plantas 14

superiores así como de hongos y bacterias. Sin embargo, en esta forma el P permanece no disponible para el hombre y animales monogástricos, debido a que éstos no están provistos de suficiente actividad de fosfatasas endógenas (fitasas) que sean capaces de liberar el grupo fosfato de la estructura del fitato. El ácido fítico (AF) es además un compuesto con actividad antinutricional, debido a su capacidad de formar complejos insolubles con minerales y proteínas convirtiéndolos en no asimilables por el organismo bajo condiciones fisiológicas. Paradójicamente, el AF, a bajas dosis, presenta también efectos positivos sobre la salud como son su acción protectora frente al cáncer, reducción de la formación de cálculos renales y prevención de enfermedades cardiovasculares (Zhou y Erdman, 1995). 4. Síntesis de Azúcares ramificados Los azúcares ramificados son poco comunes en la naturaleza. Los más conocidos que están presentes en las plantas son la apiosa y la hamamelosa. Apiosa: 3-C-hidroximetil aldehído D-glicerotetrosa, fue aislada por primera vez a partir de una flavona glicósido-apiina de perejil (Petroselinum crispum). Otro glicósido que contiene apiosa es la furcatina aislada del Viburnum furcatum. La apiosa se encuentra además de combinada en forma de glicósidos como componente de polisacáridos de la pared celular formando apiogalacturonanos. La presencia de apiosa en polisacáridos de la pared parece ser una característica de las plantas acuáticas a excepción de Tilia vulgaris. La apiosa se formaría a partir del UDPGlucuronato. La UDPGlucuronato ciclasa es una enzima bifuncional ya que también cataliza la formación de UDPXilosa. Es una enzima constituida por 2 subunidades. El NH4+ favorece la síntesis de UDPXilosa. Por otra parte se describió en perejil una transferasa que puede transferir la apiosa de la UDPApiosa a β-glucósidos.

Hamamelosa: 2 C-hidroximetil D-ribosa, fue detectada por primera vez en tanino de Hamamelis virginiana; también se ha aislado el poliol relacionado, hamamelito de hojas de prímula. La hamamelosa es biosintetizada durante la fotosíntesis en los cloroplastos bajo forma de un éster fosfórico. El éster sería transportado al citoplasma, donde una fosfatasa cataliza la liberación de hamamelosa libre. La síntesis de Hamamelosa se efectúa mediante una condensación aldólica de dos moléculas de gliceraldehído-3-P.

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Conclusión: Las interconversiones y síntesis de azúcares están reguladas por dos factores: el genético y el ambiental. El primero determina los posibles caminos a seguir, así como su regulación; en tanto que el segundo modifica el aporte de compuestos que intervienen en las reacciones e induce la aparición de enzimas y la regulación de estas. 5. L-ASCORBATO Biosíntesis del ácido ascórbico: la biosíntesis de ácido ascórbico en plantas es a partir de glucosa. Se ha propuesto que los intermediarios serían la D-galactosa, L-galactonolactona, y 3-oxo-Lgulonolactona. El ácido ascórbico es oxidado a ácido deshidroascórbico, reacción fácilmente reversible. En uvas y geranios el ac. Ascórbico es metabolizado a ac. tartático y un fragmento de dos carbonos. Este fragmento puede ser utilizado para la síntesis de glucosa (uvas) o puede ser oxidado a ácido oxálico (geranio). Por otra parte se ha demostrado también un incremento en la producción de ac. Ascórbico relacionada al daño tisular (invasión por agentes bióticos como herbívoros o de daño mecánico). Este hecho fue atribuido a la liberación de azúcares de la pared a causa del daño ocurrido. Actualmente la vitamina C se sintetiza comercialmente por medio de

una hidrogenación catalítica de la glucosa a sorbitol, luego se transforma a sorbosa por oxidación microbiana mediante Acetobacter suboxydans o A. xylinum.

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