CATEDRA DE ECOLOGIA GENERAL

TEORICO -PRÁCTICO: EVALUACION DE CALIDAD DE AGUA OBJETIVOS: Que el alumno:
Conozca los elementos teóricos prácticos básicos sobre la problemática de los humedales
Practique la metodología específica para evaluar características fisicoquímicas del agua y las comunidades planctónicas y bentónicas
Reconozca "in situ" la valoración de los elementos contaminantes y su impacto ambiental
Tome conciencia de la compleja problemática de la contaminación regional y su aspectos de gestión ambiental
Analice los resultados y saquen conclusiones sobre el estado de situación de los ambientes abordados CONTAMINACION DEL AGUA Concepto: •

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Un agua está contaminada cuando se ve afectada en su composición o estado, directa o indirectamente, como consecuencia de la actividad humana, de tal modo que quede menos apta para uno o todos los usos a que va destinada, para lo que sería apta en su calidad natural. (Naciones Unidas, 1961). Consiste en una modificación, generalmente provocada por el hombre, de la calidad del agua, haciéndola impropia o peligrosa para el consumo humano, la industria, la agricultura, la pesca y las actividades recreativas, así como para los animales domésticos y la vida natural. (Carta del agua, Consejo de Europa, 1968). Debe considerarse que un agua está contaminada, cuando su composición o su estado están alterados de tal modo que ya no reúnen las condiciones para el o los usos que se hubiera destinado en su estado natural. (OMS).

Tipos de Contaminación que sufren los Ecosistemas Acuáticos: La contaminación difusa o no puntual incluye sustancias dispersadas en el ambiente, como plaguicidas , fertilizantes y otros agroquímicos asociados con uso en tierras urbanas y suburbanas, los sedimentos de la actividad minera, forestal, o de la construcción y en áreas urbanas el amplio rango de contaminantes asociados con la escorrentía urbana desde las calles de las ciudades. Incluye además el aporte atmosférico a través de procesos de deposición húmeda y seca. Se mejora a través de la actividad misma (mejoras en prácticas agrícolas). Es difícil para fiscalizar y controlar. Contaminación Física:
Contaminación Mecánica: Resulta de una carga importante de materia en suspensión (partículas de carbón, Si, arena, limo) etc. provenientes de efluentes industriales, canteras, obras en construcción o bien originadas por erosión de la parte de riberas y nacientes de las cuencas hídricas.
Contaminación Térmica:

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Producido por los vertidos de aguas calientes procedentes de los sistemas de refrigeración de las centrales termoeléctricas, nucleares u otro efluente. Contaminación Química: Producida por sustancias inorgánicas y orgánicas. En la mayoría de los casos se trata de efluentes mixtos.
Contaminación Inorgánica, predominantemente mineral: Compuestos bioresistentes, son los sintetizados por el hombre, a los que las enzimas de alta especificidad de los microorganismos no pueden descomponer. Son degradados por acción física o química del medio (luz, oxidantes). Se acumulan en forma no reciclable. Ejemplos: • Vertidos de ácido sulfúrico procedentes de fábricas que bajan el pH. • Efluentes de industrias metalúrgicas, químicas y otros > de la concentración de sales pudiendo dañar las cosechas si son reutilizadas para regar. • Vertido de metales pesados con propiedades tóxicas (los más tóxicos: Hg, Pb y Cd). Son conservativos, no se degradan. • El Zn (en aguas domésticas de tubería galvanizada) y Cu son muy tóxicos para peces, causando la muerte.
Vertido de material radiactivo (minas de uranio, centrales nucleares, explosiones atómicas (Sr48 y Ce128) con efecto residual.
Elementos trazas como contaminantes acuáticos Son elementos que están presentes en un sistema con concentraciones medibles en ppm (partes por millón) o menores. Algunos de estos elementos trazas son nutrientes, tanto para plantas como animales. Muchos son esenciales a baja concentración, pero tóxicos a concentraciones más altas. Algunos metales pesados y metaloides son contaminantes muy dañinos para organismos vivos: Fe, Pb), Cd) y Hg junto al As, Se y Sb. Contaminación Orgánica: Se da con compuestos biodegradables, o sea que pueden ser descompuestos por microorganismos (bacterias, hongos y protozoos) en el proceso de oxidación enzimática o respiración, para liberar la energía contenida en ellos y utilizarla. Para degradarla, se consume OD, > las bacterias, hay putrefacción anaerobia; los más sensibles son los peces, y los más resistentes las bacterias. Ejemplo de contaminantes orgánicos:
Vertidos urbanos, desechos industriales procedentes de fábricas productoras de alimento, residuos de papeleras, azucareras, mataderos, citrícolas, desechos del ganado (estiércol), que generan nutrientes (nitratos y fosfatos, etc.)
Vertido de plaguicidas, llamados también biocidas ó pesticidas. Son compuestos orgánicos sintéticos, de cadena larga y compleja, usados para combatir insectos, hongos, roedores, ej.: organoclorados (DDT, lindano); organofosforados (paratión, malatión). • Benceno: daño cromosómico, anemia, leucemia • Tetracloruro de carbono: cáncer, daño al hígado y sistema nervioso central • Cloroformo: daño al hígado y riñones

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Dioxinas: daño a la piel, cáncer, mutaciones. Es la sustancia más tóxica conocida (2,3,7,8Tetracloro-p dioxina o TCDD) Bifenilos policlorados: daño a hígado, riñón y pulmones (PCBs)

REQUISITOS DE UN BUEN INDICADOR:       

Identificable taxonómicamente. Fácil de muestrear Distribución cosmopolita Abundante información autoecológica Importancia económica como recurso, perjudiciales o plagas. Ej: peces, algas Facilmente cultivables en laboratorio para estudios experimentales. Baja variabilidad genética

 BIOACUMULADOR”: Organismos con capacidad de acumular sustancias en sus tejidos, lo que refleja los niveles en que estas sustancias están en el medio, o el tiempo al cual los organismos han estado expuestos a ella. Muy útiles cuando el tóxico no puede ser detectado por bajas concentraciones: ej macrófitas “BIOSENSOR”:  Organismos indicadores que pueden seguir viviendo en los ambientes contaminados, pero experimentan estrés fisiológico: los usados en bisensauyos de toxicidad Ej crustáceos cladoceros  tasas de crecimiento  abundancia  capacidad reproductiva  comportamiento Eutrofización: •

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“Es un proceso evolutivo natural o provocado por el hombre, por el que un cuerpo de agua experimenta un progresivo aumento de nutrientes, especialmente fosfatos y nitratos. Es un exceso de producción primaria”. La floración algal es un fenómeno muy relacionado a la eutrofización. Es un término usado para indicar el crecimiento explosivo de microalgas, generalmente de 1 ó 2 spp, que encuentran ventajas competitivas sobre otras y desarrollan densidades de 105 cel/ml ó 2 x 105 cel/ml. Este fenómeno se da especialmente en algas verde- azuladas. Este fenómeno se produce por el aumento de P desequilibrando la relación N:P. Con más de 10 µg/l de fosfatos se puede predecir un bloom algal. Inmediatamente estas algas fijan el N del sistema. Las algas se acumulan, forman una capa de 3 cm de espesor, no dejan pasar la luz y comienzan a degradarse.

Importante Recordar: “Cierta clase de polución causa eutrofización, pero no toda polución significa necesariamente eutrofización”. Contaminación Biológica:
El agua actúa como un vehículo potencial de miles de agentes patógenos para el hombre y animales.

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Agentes patógenos (Escherichia, Vibrio, Salmonella, huevos de Tenias, Ascaris y Enterobius, Brucella, virus y demás elementos) producen parálisis, meningitis, hepatitis, gastroenteritis, afecciones respiratorias, etc.)
La introducción de spp exóticas es también considerada “una contaminación” -Ramón Margalef. Impacto le la Contaminación en el Ambiente y la Biota:
Alteraciones físicas: • Aumentan los sólidos en suspensión con la consecuente acción abrasiva. Producen también colmatación de embalses y cuerpos de agua. • La temperatura aumenta y provoca un > de DBO y < de solubilidad de gases. • Aumento de turbidez que impide el paso de la luz. • Se producen cambios en el color del agua por los pigmentos de los desechos industriales o por la acumulación de algas por eutrofización. • Los detergentes, por ej. Producen cambios en la viscosidad y tensión superficial del agua alterando la flotabilidad de los organismos. • Producción de espumas (detergentes, antiestético, obstaculizando la visión, impidiendo el intercambio gaseoso entre el agua y la atmósfera, impidiendo la autodepuración o como agente diseminante de bacterias y virus.
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Alteraciones químicas: La concentración de oxígenos disuelto disminuye. La demanda Biológica de oxígeno aumenta. El pH disminuye o aumenta mucho. Aumenta la concentración de compuestos orgánicos e inorgánicos. La conductividad eléctrica > al haber una > concentración de iones presentes. Agotamiento del oxígeno del fondo creando un ambiente reductor, con formación de CO2, compuestos amoniacales y sulfurosos. El color negro del lodo se debe al sulfuro ferroso.


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Alteraciones biológicas: Disminución del número de riqueza específica. Aumento muy grande o bloqueo de fotosíntesis Aumento de productividad en los ecosistemas. Floración algal. Depresión de la actividad motora de los organismos Reducción de la reproducción en los animales Reducción de la talla de los animales Cambios en abundancia de spp y su biomasa. Muerte por asfixia de organismos especialmente peces Aumento de bacterias en el agua, entre ellas las coliformes Prevalescencia de grupos de organismos indicadores de contaminación En peces: las sustancias tóxicas producen detención de la respiración al irritar, destruir y colmatar las branquias. Acumulación de actividad enzimática en determinado rango de T; cambios en sensaciones gustativas y olfativas; el stress que sufren produce movimientos violentos y desordenados. Alteraciones en sistema nervioso (fenoles) privando a los peces de posibilidades de lucha, perturbación en órganos quimiorreceptores (detergentes). Cambios en huevos y alevinos. La falta de oxígeno sobre los huevos de peces da larvas deformes

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Aumento de toxinas que producen inhibición de actividad enzimática Efectos tertológicos o sea malformaciones por fallas en el desarrollo embrionario (aves acuáticas con picos partidos) Patologías en animales y en el hombre tales como cataratas, cáncer, malformaciones, hemorragias hepáticas, alergias en la piel, asfixia y muerte por alteraciones neuromusculares, parálisis, menigitis, hepatitis, gastroenteritis, afecciones respiratorias producidas por los patógenos. Producción de sinergismos o sea la combinación de dos o más contaminantes eleva el nivel de daños.

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Saprobiedad: es la situación biológica del agua respecto a la cantidad e intensidad de la descomposición de la materia orgánica putrescible de origen autóctono o alóctono (Sladecek, 1973).

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De acuerdo a la clasificación de Kolkwitz y Marsson (1908), el sistema de los saprobios distingue zonas en un proceso de autopurificación: describe la sucesión de organismos en un río a medida que se va mineralizando la materia orgánica introducida por un efluente.

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Clasificación de los organismos de acuerdo al sistema de saprobios:

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Polisaprobios:

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Alta concentración de moléculas complejas biodegradables (carbohidratos, grasas, proteínas, polipecticos). Anaerobios, organismos saprófitos; bacterias (más de 2.000.000 bacterias/ml), hongos, protozoos. En aguas casi o anóxicas, producción de metano y sulfhídrico.

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Mesosaprobios: 100.000 – 1.000.000 bacterias/ml

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Se divide en:

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( α mesosapróbica: aumento progresivo de transparencia, aumento de OD, presencia aún de moléculas complejas. Aparecen elementos fotosintéticos, como cloroflagelados. Menos olor a sulfhídrico. Bacterias, hongos, gusanos y especies de larvas de insectos, protozoos ciliados. (β mesosapróbica: zona de transición, con alto contenido en amoníaco, compuestos nitrogenados que aún no se transforman en nitritos y nitratos pues necesitan bacterias quimitróficas, nitrificantes que necesitan de ambientes oxigenados. Decrece la población bacteriana saprófita, ya sea por la menor disponibilidad de alimento orgánico o por la acción depredadora de los protozoos.

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Oligosaprobios: menos de 100.000 bact/ml aguas limpias, baja concentración de materia orgánica, el agua tiende a saturarse de OD, hay nutrientes, act. Fotosintética. Fitoplancton, zooplancton, efemerópteros, plecópteros, odonatos y peces.

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En cartogramas se representan el grado de contaminación, dando colores (azul, verde, amarillo y rojo, para zonas xeno, oligo, meso y polisaprobias).

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ACTIVIDADES PROPUESTAS (Tareas de Campo y de Laboratorio)

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Tareas de campo

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Observaciones generales: presencia de basura, cercanía a fábricas, efluentes, urbanización, presencia de ganado, personas bañándose, pescados muertos. etc. Elementos para llevar al campo: botas de goma, libreta de campo, lapiz, marcador indelebles, frascos de plástico de 200 o 300 ml herméticos, algunas bolsas plásticas, ruleta, cámara fotográfica , pinzas, pincel, reloj con cronómetro, linterna, guantes de látex, cuerdas plásticas., ropa de repuesto. redes de plancton, surber, formol, glicerina, lupas de mano, ruletas, termómetro, papel de pH, bolsas de plástico reforzadas, pinzas, pinceles, soluciones químicas para medir el oxígeno disuelto.

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Medición de Parámetros Fisicoquímicos: Color Olor Conductividad Temperatura pH Transparencia: Disco de Secchi Oxígeno Disuelto: con oximetro (Método de Winkler) Se tomarán datos del río: ancho del cauce, profundidad media (5 lecturas) y perfil transversal del cauce del río, velocidad de la corriente (usar 10 lecturas con cronómetro)., tipo de lecho (medida de tamaño de piedras), materia en suspensión ,pendiente. • Tomar y fijar muestras de agua para medir, en el laboratorio, la concentración del oxígeno disuelto 2) Evaluación de comunidades acuáticas: Comunidades planctónicas: Se extraerán muestras cuali y cuantitativas de plancton en el Dique Escaba mediante una red de 50 µm de abertura de malla. Las muestras serán fijadas en el campo con formol al 4% y unas gotas de glicerina. Además se filtrarán 100 litros de agua para hacer el estudio cuantitativo. . Se registrarán datos complementarios: fecha, cielo, morfometría (ancho, profundidad, perímetro, etc.),color y olor del agua, transparencia estimada por la lectura del disco de Secchi, viento, T° agua y aire, valor del oxígeno disuelto del agua (Método de Winkler), pH y conductividad del agua presión antrópica, usos, etc. • Comunidades bentónicas: Se extraerán muestras de bentos en distintos ríos de la zona recorrida mediante el uso de un muestreador representativo (Surber) limpiando las piedras incluidas en el cuadrante. Las muestras serán fijadas con formol. 1) Observaciones generales: presencia de basura, cercanía a fábricas, efluentes, urbanización, presencia de ganado, personas bañandose, pescados muertos.etc. b) Tareas de laboratorio: 1) Titular el oxígeno disuelto 2) Aplicación de Métodos Biológicos 3) Realizar una planilla de características abióticas de los cuerpos de agua muestreados

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4) Realizar una planilla con las listas cuali y cuantitativas de los taxones registrados en los ambientes muestreados 5) Realizar ploteo de Nº de taxas 6) Realizar similitudes


Organismos indicadores de grado de saprobiedad:

Determinación del % de organismos xeno -polisaprobios
Estructura de la Comunidad estudiada • N° de taxones (Ordenes ,Flias ) Graficar • Determinación de grupos funcionales ej: desmenuzadores, filtradores, etc. Graficar • Cálculo del Indice BMWP: La tabla 1 indica las clases de calidad de agua, la significación según los valores del BMWP. El Valor del índice se obtiene por la suma de puntuación correspondiente a cada familia que habita en el tramo objeto de estudio. Según se indica en la tabla 2. 2) Aspectos complementarios: • •

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Buscar la normativa referida a los límites permisibles de los parámetros y variables de calidad de agua para distintos usos. Se realizará la visita a una planta procesadora de efluentes de alguna industria de Tucumán., como también un recorrido por distintos puntos de la cuenca Salí -Dulce para evaluar "in situ" el estado de situación (canal Norte y Sur, puente Banda del Río Salí, etc.). Se comentarán en clase trabajos sobre contamianción hídrica, especialmente los de interés regional.

3) Informe final de los resultados obtenidos siguiendo una secuencia de cualquier trabajo científico (objetivos, introducción, materiales y métodos, resultados obtenidos, discusión ,conclusiones y bibliografía ) . graficar todo lo que se pueda. MATERIALES Y METODOS OXIGENO DISUELTO (METODO WINKLER) Materiales - Frascos de Winkler - 2 pipetas de 1 ml - 2 pipetas de 50 ml de doble aforo - Erlermeyers - Buretas y soportes de 200 ml Reactivos: - Sulfato de manganeso - Solución alcalina de ioduro - Acido sulfúrico - Tiosulfato de sodio - Solución de almidón Procedimiento Las muestras de agua se colectan en frascos de Winkler, llenándolos hasta hacerlos rebalsar, cuidando que no se formen burbujas y tapándolos para que no quede aire. Las mismas se fijan en el

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campo con 2 ml de sulfato de manganeso y 2 ml de solución alcalina de ioduro. Se homogeneizan las muestras (por inversión de los frascos) y decantará un precipitado pardo. Luego se agregan 2 ml de ácido sulfúrico. Se tapa y agita nuevamente hasta que se diluya el precipitado pardo originándose una solución de color ámbar. Las muestras se transportan luego en hielo al laboratorio, donde se trasvasan 50 ml de esta solución a un erlermeyer. Se agregan 5 – 6 gotas de solución de almidón y se observa que la solución vira al color azul. Para estimar la concentración de O.D se titula con tiosulfato de sodio agitándo continuamente el erlermeyer hasta que la soluración vire de color azul a traslúcido. BIBLIOGRAFIA SUGERIDA: BEAVER, J. R., & T. L. CRISMAN, 1990. Use of microzooplankton as an early indicator of advancing cultural eutrophication. Verh. Internat. Verein. Limnol. 24: 532 - 537. BUTI; C & F. CANCINO. 1999. Ictiofauna del embalse Río Hondo (Tucumán – Santiago del Estero), Cuenca del Río Salí – Dulce, Argentina. Acta Zoológica Lilloana 45 (1): 67 – 77. CHAILE, A.; ROMERO,N.; AMOROSO, M.J.; HIDALGO, M. & APELLA ,C. 1999. Plaguicidas clorados en el Río Salí, Tucumán – Argentina. Rev. Bol. De Ecol. 6: 203 –209. DUSSART, B.H.1984. Embalses, fotosíntesis y productividad primaria. Programa sobre el hombre y la biosfera. UNESCO. Universidad de Chile. Ed. Bahamonde y Cabrera. 236 pp. FERNANDEZ; H.R. y E. DOMINGUEZ. 2001. Guía para la Determinación de los Artrópodos Bentónicos Sudamericanos. EU de T. Editorial Universitaria de Tucumán. 282 pp. FERNANDEZ, H.; DOMINGUEZ, E.; ROMERO, F. Y G. CUEZZO. 2006. La calidad del agua y la bioindicación en los ríos de montaña del Noroeste Argentino. Serie Conservación de la Naturaleza Nº 16. Fundación Miguel Lillo. GANNON, J. E. y R. STEMBERGER. 1978. Zooplankton (especially Crustaceans and Rotifers) as indicators of water quality. Trans. Amer. Microsc. Soc. 97 (1): 16 - 35. HARPER, D.1992. Eutrophication of freshwaters. Principles, problems and restoration. Chapman & Hall. 327 pp. JORGENSEN, S. E. y R.A. VOLLENWEIDER. 1989. Directrices para la gestión de lagos. Vol.1. Comité Internacional de Ambientes Lacustres. Prog. de las Naciones Unidas para el Medio Ambiente. 176pp. KRUSE, E., R. CASANOVA y A. FRESCA. 1994. Proceso de colmatación en embalses del noroeste argentino. Tankay 1: 14 - 16. LOCASCIO DE MITROVICH, C., VILLAGRA DE GAMUNDI, A, TRACANNA, B.; SEELIGMANN, C. & C.BUTI. 1997. Situación actual de la problemática limnológica de los embalses de la provincia de Tucumán (Argentina). Lilloa 39,1: 81 – 93. LOCASCIO DE MITROVICH, C.; VILLAGRA DE GAMUNDI, A.; CERAOLO, M. 1999. El macrozooplancton y la contaminación en dos tributarios del dique Río Hondo (Tucumán – Sgo. del Estero, Argentina). Simposio de Ciencias y Tecnología - Tercer Milenio.27-33. Cochabamba, Bolivia. MAB. 1984. Embalses, Fotosíntesis y Productividad primaria. Programa el hombre y la biosfera, UNESCO. Editores Bahamonde - Cabrera. 236 pp

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MOLINER, E. A. y A. C. González. 2002. Recomendaciones para la toma de muestras de agua, biota y sedimentos de humedales Ramsar. Ministerio de Medio Ambiente. 103 pp. MONZON, A.; CASADO, C.; MONTES, C. y D. GARCIA DE JALON. 1991. Organización funcional de las comunidades de macroinvertebrados acuáticos de un sistema fluvial de montaña (Sistema Central, Río Manzanares, España). Limnética. 7:97-112. PERERA, C. H., RODRIGUEZ VAQUERO, H., GRAIER, O. J., CASTELLANO, R. R. y J.C. LUJAN. 1985. Envejecimiento por colmatación, eutrofización - distrofización del embalse de río Hondo. Super. Gob. Prov. Santiago del Estero. 55 pp. PERONDI, M.E., VECE, M,B.,GALINDO, M.C.,HIDALGO, M., & C. APELLA. 1999. Materia orgánica y calidad de aguas superficiales, Tucumán, Argentina. Rev. Bol. de Ecol. 6:211 – 216. PIZZOLÓN, L. 1993. Importancia de las Cianofíceas como factor potencial de toxicidad en las aguas continentales. III Congr. Intern. de Gest. en Recur. Nat. Pucan, Chile. 15 - 20. PROYECTO INET – GTZ. 2003. Los Recurso Hídricos. Una perspectiva global e integral. Colección: educar para el Ambiente. 158 pp. ROMERO,N. ; M. PAEZ & R. CUEVAS. 1994. Evaluación bienal de la contaminación del dique Río Hondo. Tankay 1: 329 - 330. SECRETARÍA DE MEDIO AMBIENTE.1996. Informe 1: Cuenca Salí – Dulce.Región Superior.51pp. Gobierno de la provincia de Tucumán. SEELIGMANN, C. 1998. Evaluación de la estructura y dinámica ficológica en el Río Salí (Tuc. Argentina), en relación al impacto de la contaminación antropogénica.191pp. SLÁDECEK, V. 1978. Relation of saprobic to trophic levels. Verh. Internat. Verein. Limnol. 20: 1885 - 1889. TRACANNA, B., V. MIRANDE y C. SEELIGMANN. 1994. Variaciones del fitoplancton superficial del embalse Río Hondo (Tucumán - Santiago del Estero, Argentina), en relación a la actividad azucarera. Tankay, 1: 80 - 82. VILLAGRA DE GAMUNDI, A. & J. JUAREZ. 1997.El Microzooplancton y la contaminación en las desembocaduras de los tributarios Salí y Gastona – Embalse Río Hondo (Santiago del Estero –Tucumán – Argentina) 4pp. Publicación 7° Conferencia Internacioanl sobre gestión y Conservación de lagos. VILLAGRA DE GAMUNDI, A.; Locascio, C.; Juarez, J. y M. Ceraolo. 1999. La contaminación hídrica y la comunidad zooplanctónica en la zona limnética del embalse Río Hondo (Tucumán -Santiago del Estero, Argentina)”. En prensa en la Revista Boliviana de Ecología y Conservación ambiental - Cochabamba Bolivia. VOGEL MARTINEZ, E. y E. RIVAS RODRIGUEZ. 1997. Ciencia Ambiental y Desarrollo Sustentable. Contaminación del Agua. International Thomson Editores. 18: 401–413.

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CLAVE PARA DETERMINAR ALGUNOS ORDENES DE INSECTOS ACUATICOS EN BASE A NINFAS Y LARVAS 1. – Insectos con ninfas…………………………………………………………………………… 2 - Insectos con larvas……………………………………………………………………………. 6 2. - Con aparato bucal picador - chupador situado debajo de la cabeza…………….…HEMIPTERA - Con aparato bucal masticador; traqueo branquias externas o internas…………………………..3 3. - Labio, cuando extendido, mucho más largo que la cabeza y en posición de descanso cubre como máscara las otras partes del aparato bucal. (Odonata) (FIG. 1)……………………….……………..4 - Labio normal…………………………………………………………………...………………..5 4. - Traqueo branquias externas en forma de 3 láminas situadas en el extremo del abdomen; abdomen largo y delgado (FIG. 2)………………………………………………… ...ZYGOPTERA - Traqueo branquias internas; abdomen termina en especies de espinas (FIG.3)….ANISOPTERA 5. - Traqueo branquias en forma de láminas situadas a los costados del abdomen; abdomen termina en 3 largos cercos (en pocos casos 2), provistos de largos pelos; tarsos con una uña (FIG. 4) ………………………………………………… …………………… EPHEMEROPTERA - Traqueo branquias como dedos, ramificados o simples, ramificados o simples, ubicadas generalmente en la parte ventral de los segmentos torácicos; abdomen termina en dos cercos generalmente sin largos pelos; tarsos con dos uñas (FIG. 5)…………………………PLECOPTERA 6. - Larvas ápodas; a veces con prolongaciones abdominales (FIG. 6)….…………………DIPTERA - Larvas con patas torácicas únicamente o con patas torácicas y espuripedios o con patas torácicas y un par de apéndices anales……………………………………………………………….7 7. - Con patas torácicas únicamente (FIG. 7)………………………………………..COLEOPTERA - Con patas torácicas y espuripedios o con patas torácicas y un par de apéndices anales………8 8. - Con patas torácicas y espuripedios……….……………………………………..LEPIDOPTERA - Con patas torácicas y un par de apéndices anales, cada uno teniendo una uña terminal; generalmente viven en habitáculos por ellas construidos (FIG. 8)…… …………..TRICHOPTERA

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CLAVE PARA DETERMINAR LAS PRINCIPALES FAMILIAS DEL ORDEN DIPTERA 1. - Cabeza visible, con cápsula cefálica esclerotizada, en pocas ocasiones retráctil…………….…2 - Cabeza raramente visible; cápsula cefálica atrofiada…………………………………… …....7 2. - Cabeza poco visible, a veces retráctil; extremo del abdomen con una cúpula respiratoria rodeada de lóbulos dispuestos como rosetas (FIG. 9)………………….. ………………………TIPULIDAE - Cabeza bien visible, no retráctil…………………………………………………………………3 3. - Cuerpo alargado, a veces el tórax dilatado; extremo del abdomen con un sifón alargado característico (FIG. 10)……………………………………… …………… ………..CULICIDAE - Sin sifón posterior………………………………………………………………………………..4 4. - Cuerpo cilíndrico, ligeramente engrosado hacia posterior; cabeza con apéndices en forma de abanico (FIG. 11)…………… …………………… ……………………………………SIMULIDAE - Cuerpo no engrosado, sin apéndices en abanico en la cabeza…… ……………………………5 5. - Cuerpo cilíndrico, alargado, con dos prolongaciones con uñas en el extremo posterior y otro corto en el primer segmento abdominal (FIG. 12)…… ………………………….CHIRONOMIDAE - Cuerpo sin prolongaciones…………………………………………………………………………………6

6. - Cuerpo con abundantes apéndices torácicos y abdominales o con expansiones laterales o en otras formas liso sin apéndices ni expansiones de ninguna clase, en este caso larvas delgadas con aspecto de serpientes, a simple vista parecen nemátodos (FIG. 13)…… …CERATOPOGONIDAE - Abdomen termina en una cúpula respiratoria con 4 lóbulos a menudo con placas quitinosas sobre el cuerpo (FIG. 14)………………………………………………...…………PSYCHODIDAE 7. - Cuerpo con expansiones y prolongaciones posteriores cortas sin pelos (FIG. 15) ………………………………………………………………………………………….EMPIDIDAE - Cuerpo con prolongaciones sobre cada espesamiento anular que separa los segmentos (FIG. 16) ………………………………………… ……………………………………………..TABANIDAE

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CLAVE PARA DETERMINAR LAS PRINCIPALES FAMILIAS DEL ORDEN TRICHOPTERA 1. - Los tres segmentos torácicos cubiertos cada uno con una placa dorsal……………………….…2 - Metanoto membranoso, sosteniendo solo pelos dispersos o pequeñas placas……………. …...3 2. - Abdomen con filas de branquias ramificadas y con un gran abanico de largos pelos en la base de la uña anal; viven en refugios de seda conectados con una red a la corriente (FIG. 17) …………………………………………………………………………………HYDROPSYCHIDAE - Abdomen sin branquias y con solo 2 o 3 pelos en la base e las uñas anales; muy pequeñas, construyen habitáculos en forma de barril o bolsa abiertos en ambos extremos (FIG. 18) ……………………………………………………………………………………HYDROPTILIDAE 3. - 9° segmento del abdomen con el dorso completamente membranoso.........PHILOPOTAMIDAE - 9° segmento del abdomen con una placa dorsal esclerotizada (FIG. 19).......................................4 4. - Apéndices anales con un esclerito más o menos rectangular; mesonoto y metanoto con 3 áreas setales con una sola seta cada uno; uña anal larga, casi tan larga como el esclerito. Larvas de vida libre, sin habitáculos (FIG. 20)………………………………………..………..RHYACOPHILIDAE - Apéndices anales con un esclerito triangular (FIG. 21) solo partes de las uñas se proyectan detrás del último segmento; meso y metanoto con grupos de setas…...……………………………………5 5. - Antenas largas; mesonoto con un par de barras esclerotizadas como paréntesis; construyen habitáculos con elementos variados (FIG. 22)…….……………………………….LEPTOCERIDAE - Antenas muy cortas; mesonoto sin barras en forma de paréntesis……………………………….6 6. - Construyen habitáculos en espiral que recuerdan las conchas de algunos caracoles (FIG. 23)………………………………………………………………………HELICOPSYCHIDAE - Construyen casas tubulares con elementos variados (FIG. 24)……..…………LIMNEPHILIDAE

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